پاسخ فیزیولوژیک و بیوشیمیایی ذرت (Zea mays L.) و سویا (Glycine max L.) به کادمیم در کشت مخلوط

. مقدمه                                                                                      

در میان فلزات سنگین، کادمیم عنصر‏ فلزی غیر ضروری بسیار سمی برای رشد و نمو است که می‏تواند به‌راحتی جذب و به قسمت‏های مختلف گیاه منتقل شود (Wu et al., 2020). سمیت کادمیم می‏تواند فرآیندهای فیزیولوژیک و بیوشیمیایی گیاهان از جمله فتوسنتز، جذب مواد مغذی، تعادل آب، فعالیت‏ بسیاری از آنزیم‏ها را تحت تاثیر قرار دهد و ضمن ایجاد تنش اکسیداتیو باعث کاهش رشد گیاهان شود (Chen et al., 2020). آلودگی کادمیم بسیار نگران‏کننده است؛ زیرا با تغییر در عملکردهای متابولیکی اولیه، کاهش جذب آب و مواد مغذی معدنی و ایجاد تغییر کلی در رشد اندام‌ها و به‌طور عمده در سیستم ریشه می‌تواند از رشد گیاه جلوگیری ‏کند (Piacentini et al., 2020). عناصر سنگین نظیر سرب ساختار و عملکرد کلروپلاست‌ها را نیز از بین می‌برد و همچنین باعث کاهش محتوا و نسبت رنگدانه‌های فتوسنتزی و در نتیجه مهار بیوسنتز و تخریب کلروفیل می‌شود (Muratova et al., 2015). پژوهشگران گزارش کردند که با افزایش میزان کادمیم در خاک، میزان کلروفیل و سطح برگ ذرت به‌صورت معنی‌داری کاهش یافت (Biria et al., 2017). گیاهان با استفاده از سازوکارهایی شامل استفاده از آنتی‌اکسیدان‏های آنزیمی و غیر آنزیمی، برون‌نشست کادمیم از طریق غشای پلاسما، محدودیت حرکت کادمیم به ریشه‏ها و همچنین جداسازی فلزات (Separation of heavy metals) در قسمت‏های غیر فعال متابولیکی مانند دیواره سلول‏های ریشه و واکوئل برگ (Kaya et al., 2020)، اتصال کادمیم به دیواره سلول، احتباس واکوئلی از طریق کلاته­کردن توسط فیتوکلاتین‏ها در برابر آسیب‌های ناشی از کادمیم از خود دفاع می‌کنند
 (Guo et al., 2019). بر اساس توانایی جذب فلزات سنگین و حساسیت به آلودگی زیاد فلزات، Máthé-Gáspár & Anton (2005) ذرت را به‌عنوان یک جمع‌کننده و یک گیاه مقاوم در برابر فلزات سنگین به‌خصوص برای کادمیم گروه‌بندی کرده‌اند. طبق گزارش محققان، حبوباتی نظیر سویا (Glycine max (L.) Merrill)، می‌توانند فلزات سنگین را در بافت خود تجمع دهد و اثر متقابل آن با B. japonicum یک جنبه مهم تأثیرگذار بر رفتار سویا تحت تنش فلزات سنگین است (Bojinova et al., 1994).

استفاده از کشت مخلوط در گیاهانی که جهت استخراج گیاهی مد نظر گرفته می‌شوند، از اهمیت بالایی برخوردار است (Konkolewska et al., 2020)؛ پژوهشگران گزارش کردند استفاده از کشت مخلوط به‌‌عنوان یکی از روش‌های طبیعی پالایش خاک می‌تواند به افزایش راندمان گیاه‌پالایی کمک کند. در این مطالعه افزایش سه­برابری جذب سرب در شاخساره ذرت در سیستم کشت مخلوط ذرت با شبدر سفید (Trifolium repens) در تراکم 20 بوته در گلدان را نسبت به سیستم تک‌کشتی گزارش شد (Baghaie & Mahanpoor, 2018). در پژوهشی دیگر مشاهده شد که کرچک (Ricinus communis L.) باعث افزایش جذب کادمیم و روی در کشت مخلوط با یونجه (Medicago sativa) تحت تنش روی و کادمیم شد (Xiong et al., 2018).

با­توجه­به این‌که استفاده از کشت مخلوط در خاک‌های آلوده بر جذب عناصر سنگین توسط گیاهان اثر می‌گذارد؛ لذا این پژوهش به­منظور بررسی تاثیر کشت خالص و مخلوط ذرت و سویا روی تاثیرپذیری ویژگی‌های فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی در خاک آلوده با کادمیم طراحی شد.

2. روش‎شناسی پژوهش

پژوهش حاضر در دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، در سال 1399 در شرایط گلخانه‌ای انجام شد. غلظت‌های کادمیم شامل 0، 50، 100، 150 و 200 میلی‌گرم کادمیم در کیلوگرم خاک بود که به‌صورت نیترات کادمیم %99 (Merck) Cd (NO₃)₂ درنظر گرفته شد. نسبت‌های کاشت اعمال­شده در این پژوهش شامل کشت خالص ذرت و سویا و کشت مخلوط ذرت و سویا با نسبت 50:50 بود. برای هر گلدان مقدار پنج کیلوگرم خاک از مزرعه دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری در نظر گرفته شد و بعد از هوا­خشک­شدن خاک، تیمار کادمیم به گلدان‌های مورد نظر اضافه شد. جنس گلدان­ها از نوع پلاستیکی با قطر دهانه 25 سانتی­متر و ارتفاع 60 سانتی­متر بود. مشخصات فیزیکی و شیمیایی خاک در آزمایشگاه اندازه‌گیری شد که نتایج در جدول 1 ارائه شده است.

خاک‌های آلوده در گلدان‌های پنج کیلوگرمی به‌مدت یک­ماه چندین مرتبه مرطوب و خشک شدند تا وضعیت شیمیایی آن تثبیت شود و به شرایط طبیعی نزدیک شوند (Shanbleh & Kharabsheh, 1996). تفاوت در نیترات تیمارهای آلوده و شاهد از طریق کود اوره محاسبه و اعمال شد. پس از آماده‌‌سازی خاک، کشت در تاریخ 27 خرداد انجام شد. تراکم گیاه ذرت و سویا در کشت منفرد چهار بوته و در کشت مخلوط ذرت و سویا از هر گیاه دو بوته در نظر گرفته شد.

جدول 1. برخی از خصوصیات فیزیکی و شیمیایی خاک

در طول دوره رشد، آبیاری از طریق زیرگلدانی در زمان مورد نیاز صورت گرفت. همچنین کنترل علف‌های هرز به‌صورت دستی انجام شد؛ اما در این پژوهش ضرورتی به مبارزه با آفات وجود نداشت. نمونه‌برداری قبل از شروع مرحله گلدهی انجام شد. برای اندازه‌گیری کلروفیل نمونه‌هایی از آخرین برگ گسترش­یافته گیاه انتخاب شد. سپس سنجش کلروفیل با روشPorra  (2002) با اسپکتوفتومتر انجام شد. پس از استخراج کامل رنگدانه­ها، میزان جذب محلول استخراج­شده در سه طول موج 2/665، 4/652 و 470 نانو­متر به وسیله­ی دستگاه اسپکتوفتومتر قرائت و ثبت شد. در نهایت با استفاده از روابط 1 تا 3، میزان کلروفیل a، کلروفیل b و کارتنوئید محاسبه شد.

محتوای آب نسبی برگ (RWC) نیز از آخرین برگ توسعه­یافته بوته اندازه­گیری شد(Ritchie & Nguyen, 1990) . میزان قندهای محلول برگ به روش تغییر داده­شدهSheligl  (1956) و میزان پرولین نیز از روش نین­هیدین (Bates et al., 1973) تعیین شد.

در نهایت داده‌های حاصله مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفت. تجزیه داده‌ها با استفاده از نرم‌افزار SAS نسخه 1/9 صورت گرفت. تجزیه واریانس در قالب طرح پایه کاملا تصادفی به­صورت فاکتوریل انجام شد و روند تغییرات با کمک Excel رسم شدند. برای توصیف هر یک از صفات و پارامترها از معادلات خطی (رابطه 1) و دو‌تکه‌ای (رابطه 2) استفاده شد. که در آن y مقدار پیش‌بینی­شده برای صفات مورد نظر، a مقدار ثابت در غلظت صفر کادمیم در خاک، x₀ نقطه چرخش بین دو فاز معادله و b₁ و b₂ شیب تغییرات صفات (کاهشی یا افزایشی) به‌ترتیب در فاز یک و دو معادله هستند.

y = b₁x + a                                                                                                                                       [1] رابطه

y = b₁x + a    if    x ≤ x₀   و   y = (b₁x₀+a) +b₂ (x-x₀)    if    x > x₀                                                   [2] رابطه

3. یافته­های پژوهش و بحث

3-1. رنگیزه‌های فتوسنتزی

تجزیه واریانس داده‌های به‌دست­آمده نشان داد که اثر اصلی غلظت کادمیم و نسبت کاشت در میزان کلروفیلa ، کلروفیل b و کاروتنوئید ذرت و سویا در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار بود (جدول 2). همچنین برهمکنش غلظت کادمیم و نسبت کاشت در تمامی صفات مذکور در سطح یک درصد معنی‌دار شد (جدول 2).

روند تغییرات کلروفیل a ذرت و سویا در سطوح کادمیم در هر دو کشت خالص و مخلوط به‌صورت غیر خطی و دوتکه‌ای بود (شکل 1-الف). در کشت مخلوط کلروفیل a بوته‌های ذرت ابتدا با افزایش غلظت کادمیم خاک از صفر تا 34/157 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک با شیب 0141/0 افزایش یافت و با افزایش غلظت کادمیم از 34/157 تا 200 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک، با شیب 0440/0- کاهش یافت؛ در مجموع کلروفیل a در 200 میلی‌گرم کادمیم در کیلوگرم خاک نسبت به عدم مصرف کادمیم 23/25 درصد کاهش نشان داد (شکل 1-الف و جدول 3). درحالی‌که کلروفیل a در بوته‌های سویا در کشت مخلوط ابتدا با افزایش غلظت کادمیم خاک از صفر تا 50 میلی‌گرم در کیلوگرم با شیب 1212/0 افزایش و سپس با شیب 0501/0- کاهش یافت؛ کلروفیل a در بوته‌های سویا در کشت مخلوط در 200 میلی‌گرم کادمیم نسبت به عدم مصرف کادمیم 31/10 درصد کاهش نشان داد (شکل 1-الف و جدول 3). نتایج نشان داد در بین نسبت‌های مختلف کاشت، کشت خالص سویا دارای بیشترین میزان کلروفیل a بود که در غلظت 100 میلی‌گرم در کیلوگرم خاک به حداکثر میزان خود (69/24 میکروگرم بر سانتی‌متر مربع) رسید.

جدول 2. تجزیه واریانس اثر تیمارهای آزمایشی بر صفات اندازه‌گیری­شده ذرت و سویا

** و ^ns: به­ترتیب معنی‌داری در سطح احتمال یک درصد و عدم معنی‌داری را نشان می‌دهند.

نتایج روند تغییرات کلروفیلb  ذرت و سویا در سیستم‌های کاشت (کشت خالص ذرت، کشت خالص سویا، کشت مخلوط ذرت و سویا) حاکی از آن بود که این تغییرات در برابر غلظت کادمیم خاک از نوع غیر‌ خطی و به‌صورت دوتکه‌ای بود (شکل 1-ب و جدول 3). در کشت مخلوط، کلروفیل b ذرت از صفر تا 39/170 میلی‌گرم کادمیم در کیلوگرم خاک با شیب 0006/0- کاهش یافت و در ادامه با شیب 0524/0 افزایش نشان داد؛ به‌گونه‌ای‌که در بالاترین سطح کادمیم نسبت به سطح صفر آن حدود 75/10 درصد افزایش یافت (شکل 1-ب و جدول 3).

همچنین شکل 1-ب نشان می‌دهد در کشت مخلوط، کلروفیل b سویا ابتدا از تیمار صفر تا 50 میلی‌گرم کادمیم در کیلوگرم افزایش و سپس در ادامه کاهش یافت و میزان کاهش کلروفیل b سویا در تیمار 200 میلی‌گرم کادمیم در کیلوگرم نسبت به شاهد 20/1 درصد بود. با­توجه­به نتایج، میزان کاروتنوئید ذرت در کشت مخلوط تحت تاثیر سطوح کادمیم قرار نگرفت (شکل 1-ج)، اما در کشت خالص میزان کاروتنوئید به‌صورت غیر خطی و دوتکه‌ای ابتدا از صفر تا 50 میلی‌گرم کادمیم در کیلوگرم خاک با شیب 2310/0 واحد افزایش و سپس از 50 تا 200 میلی‌گرم کادمیم در کیلوگرم با شیب 1206/0 واحد کاهش یافت (شکل 1-ج و جدول 3). اما روند تغییرات کاروتنوئید سویا در برابر افزایش غلظت کادمیم خاک در هر دو نوع سیستم کشت خالص و مخلوط از نوع غیر ‌خطی و به‌صورت دوتکه‌ای بود. میزان کاروتنوئید سویا در تیمار 200 میلی‌گرم کادمیم نسبت به عدم مصرف کادمیم به‌ترتیب در کشت خالص و مخلوط حدود 2۸/2 و 32/5 درصد افزایش یافت (شکل 1-ج).

جدول 3. معادله مناسب توصیف­کننده اثر کادمیم و نسبت کاشت بر رنگدانه‌های فتوسنتزی ذرت و سویا

محتوای کلروفیل برگ معمولاً در گیاهانی که تحت تنش رشد می‏کنند کاهش می‌یابد و بنابراین می‏تواند به‌عنوان شاخص مهمی در شرایط تنش مورد استفاده قرار گیرد (Pompeu et al., 2017). مشابه این مطالعه در گیاه برنج رقم BRRI dhan54 تحت تنش کادمیم (1 و 2 میلی‏مولار) کلروفیل a، کلروفیل b و کارتنوئید در مقایسه با گیاهان شاهد کاهش نشان دادند
 (Bhuyan et al., 2020). ﺑﻪ‌ﻧﻈﺮ ﻣﻲ‌رﺳﺪ یکی از دﻻﻳﻞ ﻛﺎﻫﺶ ﻣﻴﺰان ﻛﻠﺮوﻓﻴﻞ ﺟﺎﻧﺸﻴﻦ­شدن فلزات سنگین به جای Mg ﻣﺮﻛﺰی ﻛﻠﺮوﻓﻴﻞ باشد ﻛﻪ اﻳﻦ ﺟﺎﻧﺸﻴﻨﻲ ﺳﺒﺐ ﻛﺎﻫﺶ درﻳﺎﻓﺖ ﻧﻮر ﺑﻪ­وﺳﻴﻠﻪ ﻛﻠﺮوﻓﻴﻞ ﺷﺪه و ﻣﻨﺠﺮ ﺑﻪ زردی ﺑﺮگ‌ﻫﺎ و در ﻧﻬﺎﻳﺖ ﻛﺎﻫﺶ ﻓﺘﻮﺳﻨﺘﺰ ﻣﻲﺷﻮد (Sharma & Agrawel, 2006). مهمترین دلیل اختلال در بیوسنتز کلروفیل توسط کادمیم، اختلال در فعالیت آنزیمی است که در تثبیت CO₂ نقش دارد (Ur Rahm et al., 2020). حضور فلزات سنگین در منطقه ریزوسفر و ورود آن‌ها به گیاه بر فرآیندهای مهمی نظیر انتقال آب، فسفریلاسـیون اکسیداتیو میتوکندری، فتوسنتز و مقدار کلروفیل اثر منفی می‌گذارد (Vitoria et al., 2005). مشابه با نتایج این مطالعه محققان نتیجه گرفتند که غلظت پایین کادمیم تولید کلروفیل را در گیاه تحریک می‌کند و غلظت بالاتر آن مانع از سنتز کلروفیل می‌شود (Rostami et al., 2015). کاهش کلروفیل در غلظت‌های بالای فلز ممکن است در اثر تولید بیش از حد H₂O₂ یا تسریع در تخریب کلروفیل توسط آنزیم کلروفیلاز ایجاد شود (Faizan et al., 2021). درحالی‌که کاهش­نیافتن محتوای کلروفیل در غلظت‌های پایین عناصر سنگین را می‌توان به مکانیسم‌های دفاعی مختلف که در مقابل تنش فلزات توسط گیاه به کار گرفته می‌شود نسبت داد (Rostami et al., 2015). بوته‌های سویای مورد استفاده در آزمایش حاضر از گیاهان لگومینه می‌باشد که نیتروژن خاک را تثبیت می‌کنند و از این لحاظ سویا و ذرت با هم متفاوت هستند. احتمال می‌رود سویا از طریق تفاوت در تثبیت نیتروژن، محتوای کلروفیل و کارتنوئیدی بالاتری نسبت به ذرت نشان دهد (Hassanpour et al., 2014). کارتنوئیدها نیز به‌دلیل فعالیت آنتی‏اکسیدانی به‌عنوان مهارکننده‏های گیاهی برای کاهش سطوح بالای گونه‏های اکسیژن فعال شناخته شدند (Doga, 2019). البته کاهش محتوای کاروتنوئید ممکن است مربوط به تولید شدید گونه‏های فعال اکسیژن باشد
 (Nikolic et al., 2015). در کل کاروتنوئیدها کمتر تحت تاثیر فلزات سنگین قرار می‌گیرند (Chehregani Rad et al., 2016).

2-3. محتوای نسبی آب برگ، قند محلول برگ، نشاسته برگ، پرولین

جدول تجزیه واریانس اثر کادمیم و نسبت‌های کاشت بر محتوای نسبی آب برگ و میزان قند محلول برگ (جدول 2) نشان می‌دهد که اثرات اصلی کادمیم و نسبت‌های کاشت بر محتوای نسبی آب برگ و میزان قند محلول برگ در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار بود. اما برهمکنش کادمیم و نسبت‌های کاشت بر دو صفت مذکور اثر معنی‌داری نشان نداد (جدول 2). در­حالی­که، اثر اصلی کادمیم و نسبت‌های کاشت و همچنین برهمکنش کادمیم و نسبت‌های کاشت بر نشاسته برگ و پرولین معنی‌دار بود (جدول 2).

با­توجه­به اثر اصلی محتوای نسبی آب برگ در برابر افزایش غلظت کادمیم خاک (شکل 2-الف)، محتوای نسبی آب برگ با روند غیر خطی و تکه‌ای ابتدا از صفر تا 50 میلی‌گرم کادمیم در کیلوگرم خاک با شیب 1876/0- و سپس از 50 تا 200 میلی‌گرم کادمیم در کیلوگرم خاک با شیب 0113/0- واحد کاهش یافت، به‌طور کلی محتوای نسبی آب برگ در بالاترین سطح کادمیم نسبت به سطح شاهد (سطح صفر کادمیم) حدود 30/12 درصد کاهش نشان داد (شکل 2-الف). با­توجه­به نتایج، محتوای نسبی آب برگ با افزایش سطوح فلز سنگین کادمیم کاهش یافت (شکل 2-الف). همچنین شکل 3-الف نشان می‌دهد بوته‌های ذرت در کشت خالص و مخلوط در مقایسه با سویا میزان محتوای نسبی آب برگ بیشتری داشتند و محتوای نسبی آب برگ ذرت در کشت مخلوط نسبت به کشت خالص 26/5 درصد افزایش نشان داد؛ برعکس محتوای نسبی آب برگ سویا در کشت مخلوط نسبت به کشت خالص 31/7 درصد کاهش نشان داد. فلزات سنگین در گیاه با کاهش اندازه و تعداد سلول‌های نگهبان روزنه موجب کاهش انتقال آب به برگ‌ها و کاهش سطح برگ شده و با آسیب به دیواره سلولی و در نتیجه اختلال در سرعت تعرق برگ و بروز تغییرات فراساختاری در اندامک‌های سلول، محتوای نسبی آب برگ را کاهش می‎دهد (Cenkci et al., 2010). همچنین نتایج نشان داد که محتوای نسبی آب برگ ذرت در کشت مخلوط بیشتر از کشت خالص بود (شکل 3-الف)؛ زیرا کشت مخلوط از طریق افزایش بهره‌وری منابع، باعث افزایش محتوای نسبی آب برگ می‌شود (Tayei Samirmi et al., 2008). کاهش در محتوای نسبی آب برگ ممکن است به­دلیل بسته­شدن روزنه‌ها در اثر تنش فلزات سنگین باشد (Alzahrani et al., 2020)؛ همچنین کادمیم با کاهش هدایت روزنه‏ای، نرخ تعرق و محتوای نسبی آب برگ، و با تاثیر بر نفوذپذیری غشای سلولی سبب تنش در گیاهان می‎شود
 (Shanying et al., 2017).

شکل 2-ب نشان داد میزان کل قند محلول برگ با افزایش سطوح کادمیم به صورت خطی با شیب 1252/0 واحد افزایش یافت و این افزایش قند محلول برگ در بالاترین سطح تیمار کادمیم مورد مطالعه نسبت به شاهد (سطح عدم مصرف کادمیم) حدود 35/100 درصد بود. با­توجه­به شکل 3-ب کشت مخلوط نسبت به کشت خالص باعث افزایش میزان قند محلول برگ ذرت و سویا شد که این افزایش در ذرت 54/8 درصد و در سویا 91/7 درصد بود.

نتایج رگرسیونی برهمکنش اثر تیمار کادمیم و نوع کشت بر میزان نشاسته برگ نشان می‌دهد در هر دو سیستم کشت خالص و مخلوط، میزان نشاسته برگ ذرت و سویا با روند خطی کاهش یافت (شکل 4-الف). با­توجه­به شکل 4-الف میزان نشاسته برگ در کشت مخلوط نسبت به خالص با شیب کمتری کاهش یافت، اما به‌طور کلی برگ ذرت و سویا در کشت مخلوط نشاسته کمتری نسبت به کشت خالص داشتند و کاهش نشاسته برگ در کشت مخلوط ذرت و سویا در بالاترین سطح کادمیم مورد بررسی نسبت به عدم مصرف کادمیم به‌ترتیب 5۸/54 و 73/7۸ درصد بود (شکل 4-الف و جدول 4). مشابه با نتایج این مطالعه
 Noorani et al. (2009) که به بررسی سمیت مس (شاهد)، 25، 50، 75 و 100 میکرومولار سولفات مس) بر رشد و تحمل گیاه آفتابگردان (Helianthus annuus L.) رقم­های‌سان-33 پرداخته بودند، گزارش کردند که کاهش نشاسته در اندام‌های هوایی، متناسب با شدت تنش در محیط رشد، معنی‌دار بود. به‌عبارتی کاهش نشاسته در اندام‌های هوایی و ریشه گیاه در اثر تنش می‌تواند به‌دلیل تجزیه­شدن آن به قندهای ساده‌تر و در نتیجه، تجمع قندهای محلول در سلول باشد. همچنین ممکن است تنش حاصل از مقدار زیاد فلزات سنگین، فعالیت آنزیم‌هایی را که در ساخته­شدن نشاسته نقش دارند، مختل و از سنتز نشاسته، جلوگیری کند (Alaoui et al., 2004). با­توجه­به روند تغییرات قند و نشاسته در این مطالعه می‌توان استنباط کرد که نشاسته ذخیره­شده در گیاه جهت تنظیم اسمزی به فرم‌های دیگر شکسته شده که موجب افزایش میزان قند و کاهش نشاسته در اثر تنش کادمیم شد
 (Sarshad et al., 2020).

روند تغییرات پرولین در برابر غلظت کادمیم خاک و نظام کشت بیانگر پاسخ خطی پرولین نسبت به افزایش غلظت عنصر سنگین کادمیم در خاک بود (شکل 4-ب). با افزایش میزان کادمیم در خاک بر میزان پرولین در کشت خالص و مخلوط دو گیاه ذرت و سویا افزوده شد. در کشت مخلوط بیشترین پرولین ذرت (961/0 میکرومول بر گرم وزن تر) در بالاترین سطح کادمیم و کمترین پرولین ذرت (034/0 میکرومول بر گرم وزن تر) در عدم مصرف کادمیم مشاهده شد (جدول 4).

به نظر می‌رسد افزایش مقدار پرولین تحت تنش کادمیم در این آزمایش را می‌توان به ویژگی اسمولیتی و آنتی‌اکسیدانی آن در شرایط تنش نسبت داد (Raeesi Sadati & Jahanbakhsh Godekahriz, 2016). در مطالعات متعددی گزارش شده ﭘﺮوﻟﯿﻦ در ﮔﯿﺎﻫﺎن ﺗﺤﺖ ﺷﺮاﯾﻂ ﻧﺎﻣﻄﻠﻮب رﺷﺪ مانند ﺗﻨﺶ ﻓﻠﺰات ﺳﻨﮕﯿﻦ ﺗﺠﻤﻊ می‌یابد. به عنوان مثال افزایش میزان پرولین برگ در گیاه لوبیا (Phaseolus vulgaris L.) تحت تنش کادمیم در مطالعه  Semida et al.(2015) مشاهده شد (Semida et al., 2015). در مطالعه دیگری مشخص شد که در مرحله گلدهی خردل هندی (Brassica juncea L.) با افزایش غلظت کادمیم (تـا 450 میکرومول( میزان پرولین افزایش یافت؛ اما در غلظت‌های 750 و 900 میکرومولار کادمیم، میزان این اسید­آمینه کاهش پیدا کرد
 (John et al., 2009). پرولین یک آمینواسید است که به‌صورت معمول در شرایط وجود یک استرس در گیاه تجمع می‌یابد (Ahamed & Siddiqui, 2007) و در طول تنش به‌عنوان کلاته­کننده فلز، مولکول دفاعی آنتی‌اکسیداتیو و مولکول پیام‌رسان نقش ایفا می‌کند (Hayat et al., 2012). محتوای پرولین، هموستاز گونه‏های فعال اکسیژن را در سلول‏های ریشه و شاخساره حفظ کرده و در نتیجه از گیاهان در برابر تنش‎های مختلف محافظت می‏کند (Rahman et al., 2021).

افزایش محتوای پرولین می‏تواند از گیاهان در برابر آسیب اکسیداتیو محافظت کرده و در شرایط تنش‏زا به‌عنوان یک مکانیسم دفاعی عمل کند (Mokarram-Kashtiban et al., 2019) که با نتایج (2011) Azmat & Khan همخوانی ندارد. همچنین برخی پژوهش‌های انجام­شده در مورد تجمع پرولین در تنش فلزات سنگین نشان داده‌اند که میزان این اسیدآمینه در شرایط تنش، به غلظت فلز و مرحله رشد گیاه بسـتگی دارد و میزان پرولین با­توجه­به این دو عامل می‌تواند افزایش یا کاهش یابد
 (Rostami et al., 2015). البته کاهش میزان پرولین در اندام‌های گیاهی احتمالاً نتیجه کاهش بیوسنتز یا تسریع فعالیت پروتئاز یـا فرآیندهای کاتابولیکی می‌باشد (Zengin & Munzuroglu, 2005). به­هر­حال نتایج این مطالعه نشان داد که گیاهان مورد آزمایش از استراتژی تجمع پرولین در تحمل به تنش استفاده می‌کنند.

جدول 4. معادله مناسب توصیف­کننده اثر کادمیم و نسبت کاشت در نشاسته و پرولین ذرت و سویا

4. نتیجه‌گیری

به‌طور کلی نتایج این تحقیق نشان داد که که با افزایش کادمیم خاک در هر دو کشت خالص و مخلوط رنگدانه‌های فتوسنتزی ذرت و سویا کاهش یافت. بوته‌های ذرت در کشت خالص و مخلوط در مقایسه با سویا میزان محتوای نسبی آب برگ بیشتری داشتند. همچنین با افزایش غلظت کادمیم در خاک در هر دو کشت خالص و مخلوط بر میزان کل قند محلول برگ و پرولین دو گیاه ذرت و سویا افزوده شد. با­توجه­به نتایج پژوهش حاضر، می‌توان اذعان داشت که کشت مخلوط ذرت و سویا با استفاده از سازوکارهای فیزیولوژیک و بیوشیمیایی موجب تعدیل اثرات منفی ناشی از تنش فلز سنگین کادمیم می‌شود.

5. 5. سپاسگزاری

نویسندگان این مقاله مراتب تقدیر و تشکر خود را از همکاری‌های معاونت پژوهشی و فن‌آوری دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری در اجرای این پروژه تحقیقاتی با کد مصوب 01-1399-01 به‌واسطه حمایت‌های مالی اعلام می‌دارند.

6. منابع

Ahamed, M., & Siddiqui, M.K. (2007). Low level lead exposure and oxidative stress. Clinica Chimica Acta, 383(1-2), 57-64.

Alaoui, B., Genet, P., Dunand, F.V., Toussaint, M.L., Epron, D., & Badot, P.M. (2004). Effect of copper on growth in cucumber plants (Cucumis sativus) and its relationship with carbohydrate accumulation and changes in ion contents. Plant Science, 166(5), 1213-1218.

Alzahrani, Y., Alharby, H.F., Hakeem, K.R., & Alsamadany, H. (2020). Modulating effect of EDTA and SDS on growth, biochemical parameters and antioxidant defense system of Dahlia variabilis grown under cadmium and lead-induced stress. Notulae Botanicae Horti Agrobotanici Cluj-Napoca, 48(2), 906-923.

Azmat, R., & Khan, N. (2011). Nitrogen metabolism as a bio indicator of Cu stress in Vigna radiata. Pakistan Journal of Botany, 43(1), 515-520.

Baghaie, A.H., & Mahanpoor, K. (2018). Lead phyto-remediation by corn (Maxima CV.) and white clover in mono culture and mixed culture system in a Pb polluted soil. Iranian Journal of Health and Environment, 11(1), 75-84. (In Persian)

Bates, I.S, Waldern, R.P., & Tear, I.D. (1973). Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil, 39, 205-207.

Bhuyan, M.H.M.B., Parvin, K., Mohsin, S.M., Mahmud, I.A., Hasanuzzaman, M., & Fujita, M. (2020). Modulation of cadmium tolerance in rice: insight into vanillic acid-induced upregulation of antioxidant defense and glyoxalase systems. Plants, 9(2), 188-208.

Biria, M., Moezzi, A.A., & Amerikhah, H. (2017). Effect of sugarcane bagasse made biochar on maize plant growth, grown in lead and cadmium contaminated soil. Journal of Water and Soil, 31(2), 609-626.

Bojinova, P., Georgiev, B., Krasteva, V., Chuldjian, H., & Stanislavova, L. (1994). Investigation about the heavy metal pollution in soils and agricultural crops in the region of nonferrous metal works ‘D. Blagoev’. Soil Science, Agrochemistry and Ecology, 4(6), 32-40.

Cenkci, S., Cioerci, I.H., Yildiz, M., Oezay, C., Bozdao, A., & Terzi, H. (2010). Lead contamination reduces chlorophyll biosynthesis and genomic template stability in Brassica rapa L. Environmental Experimental Botany, 67(3), 467-470.

Chehregani Rad, A., Khorzaman, N., Lari Yazdi, H., & Shirkhani, Z. (2016). Changes in growth characteristics and physiological indices in Zn-stressed Phaseolus vulgaris plants on hydroponic medium. Journal of Developmental Biology, 8(2), 31-39. (In Persian)

Chen, J., Wang, X., Zhang, W., Zhang, S., & Zhao, F.J. (2020). Protein phosphatase 2A alleviates cadmium toxicity by modulating ethylene production in Arabidopsis thaliana. Plant and Cell Physiology, 43(4), 1008-1022.

Dogan, M. (2019). Effect of cadmium, chromium, and lead on micropropagation and physio-biochemical parameters of Bacopa monnieri (L.) Wettst. cultured in vitro. Rendiconti Lincei. Scienze Fisiche e Naturali, 30(3), 351-366.

Faizan, M., Faraz, A., Mir, A.R., & Hayat, S. (2021). Role of zinc oxide nanoparticles in countering negative effects generated by cadmium in Lycopersicon esculentum. Journal of Plant Growth Regulation, 40(1), 101-115.

Guo, B., Liu, C., Liang, Y., Li, N., & Fu, Q. (2019). Salicylic acid signals plant defence against cadmium toxicity. International Journal of Molecular Sciences, 20(12), 2960-2978.

Hassanpour, A., Zahedi, M., & Khoshgoftarmanesh, A.H. (2014). Effects of companion crops (bean, soybean and mungbean) on uptake of cadmium from soil by corn and sunflower as the main crops. Journal of Water and Soil Science (Science and Technology of Agriculture and Natural Resources), 18(68), 227-242. (In Persian)

Hayat, S.H., Hayat, Q., Alyemeni, M.N., Shafi Wani, A., Pichtel, J., & Aqil Ahmad, A. (2012). Role of proline under changing environments. Plant and Behavior, 7(11), 1456-1466.

John, R., Ahmad, P., Gadgil, K., & Sharma, S. (2009). Heavy metal toxicity: Effect on plant growth, biochemical parameters and metal accumulation by Brassica juncea L. International Journal of Plant Production, 3(3), 65-76.

Kaya, C., Akram, N.A, Surucu, A., & Ashraf, M. (2019). Alleviating effect of nitric oxide on oxidative stress and antioxidant defence system in pepper (Capsicum annuum L.) plants exposed to cadmium and lead toxicity applied separately or in combination. Scientia Horticulturae, 255, 52-60.

Konkolewska, A., Piechalak, A., Ciszewska, L., Antos-Krzemińska, N., Skrzypczak, T., Hanć, A., Sitko, K., Małkowski, E., Barałkiewicz, D., & Małecka, A. (2020). Combined use of companion planting and PGPR for the assisted phytoextraction of trace metals (Zn, Pb, Cd). Environmental Science and Pollution Research, 27, 3809-13825.

Máthé-Gáspár, G., & Anton, A. (2005). Phytoremediation study: Factors influencing heavy metal uptake of plants. Acta Biologica Szegediensis, 49(1-2), 69-70.

Mokarram-Kashtiban, S., Hosseini, S.M., Tabari Kouchaksaraei, M., & Younesi, H. (2019). Biochar improves the morphological, physiological and biochemical properties of white willow seedlings in heavy metal-contaminated soil. Journal of Biological Sciences, 71(2), 281-291.

Muratova, A., Lyubun, Y., German, K., & Turkovskaya, O. (2015). Effect of cadmium stress and inoculation with a heavy-metal-resistant bacterium on the growth and enzyme activity of Sorghum bicolor. Environmental Science and Pollution Research, 22(20), 16098-16109.

Nikolic, N.P, Borisev, M.K, Pajevic, S.P, Arsenov, D.D, Zupunski, M.D, Orlovic, S.S., & Pilipovic, A.R. (2015). Photosynthetic response and tolerance of three willow species to cadmium exposure in hydroponic culture. Archives of Biological Science Belgrade, 67(4), 1411-1420.

Noorani Azad, H., Chobineh, D., Hajbagheri, M.R., & Kafilzadeh, F. (2009). The study of Cu toxicity on growth and tolerance of sunflower (Helianthus annuus L.) Hi Sun -33 cultivars. Iranian Journal of Biological Sciences, 2, 67-74. (In Persian)

Piacentini, D., Corpas, F.J., D'Angeli, S., Altamura, M.M., & Falasca, G. (2020). Cadmium and arsenic-induced-stress differentially modulates Arabidopsis root architecture, peroxisome distribution, enzymatic activities and their nitric oxide content. Plant Physiology and Biochemistry, 148, 312-323.

Pompeu, G.B., Vilhena, M.B., Gratao, P.L., Carvalho, R.F., Rossi, M.L., Martinelli, A.P., & Azevedo, R.A. (2017). Abscisic acid-deficient sit tomato mutant responses to cadmium-induced stress. Protoplasma, 254(2), 771-783.

Porra, R.J. (2002). The chequered history of the development and use of simultaneous equations for the accurate determination of chlorophylls a and b. Photosynthesis Research, 73, 149-156.

Raeesi Sadati, S.Y., & Jahanbakhsh Godekahriz, S. (2016). The effect of cadmium chloride and mercuric on carbohydrate, total protein and proline, lysine and methionine amino acids and some of enzymes in two wheat cultivars (Triticum aestivum L.). Jouranal of Plant Process and Function, 9(16), 143-156. (In Persian)

Rahman, S., Xuebin, Q., Zhao, Z., Du, Z., Imtiaz, M., Mehmood, F., Hongfei, L., Hussain, B., & Ashraf, M.N. (2021). Alleviatory effects of silicon on the morphology, physiology, and antioxidative mechanisms of wheat (Triticum aestivum L.) roots under cadmium stress in acidic nutrient solutions. Scientific Reports, 11, 1958-1969.

Ritchie, S.W., & Nguyen, H.T. (1990). Leaf water content and gas exchange parameters of two wheat genotypes differing in drought resistance. Crop Science, 30(1), 105-111.

Rostami, M., Karamian, R., & Joulaei, Z. (2015). Effect of different heavy metals on physiological traits of saffron (Crocus sativus L.). Saffron Agronomy and Technology, 3(2), 83-96. (In Persian)

Sarshad, A., Talei, D., Torabi, M., Rafiei, F., & Nejatkhah, P. (2020). Effect of irrigation cut at different stages of growth on yield, yield components and grain quality of different cultivars of sorghum seeds. Scientific Journal of Crop Physiology, 12(45), 61-149. (In Persian)

Semida, W.M., Rady, M.M., Abd El-Mageed, T.A., Howladar, S.M., & Abdelhamid, M.T. (2015). Alleviation of cadmium toxicity in common bean (Phaseolus vulgaris L.) plants by the exogenous application of salicylic acid. Journal of Horticultural Science and Biotechnology, 90(1), 83-91.

Shanbleh, A., & Kharabsheh, A. (1996). Stabilization of Cd, Ni and Pb in soil using natural zeolite. Journal of Hazardous Material, 45(11), 207-217.

Shanying, H.E., Xiaoe, Y., Zhenli, H.E., & Baligar, V.C. (2017). Morphological and physiological responses of plants to cadmium toxicity: A review. Pedosphere, 27(3), 421-438.

Sharma, R.K., & Agrawel, M. (2006). Single and combined effects of cadmium and zinc on carrots: Uptake and bioaccumulation. Journal of Plant Nutrition, 29(10), 1791-1804.

Sheligl, H.Q. (1986). Die verwertung orgngischer souren durch chlorella lincht. Planta Journal, 47-51.

Tayei Samirmi, J., Ghanbari, A., & Jokar, M. (2008). Mixed culture a sterategy to increase water use efficiency. The 1^th International Conference on Water Crisis. Zabol University, Iran.

Ur Rahman, S.H., Qi, X., Zhang, Z., Ashraf, M.N., Du, Z., Zhong, Y.L., Mehmood, F.U., Rahman, S., & Shehzad, M. (2020). The effect of silicon foliar and root application on growth, physiology, and antioxidant enzyme activity of wheat plants under cadmium toxicity. Applied Ecology and Environmental Research, 18(2), 3349-3371.

Vitoria, A.P, Cunha, M.D., & Azevedo, R.A. (2005). Ultra structural changes of radish leaf exposed to cadmium. Environmental and Experimental Botany, 58(1-3), 47-52.

Wu, Q., Huang, L., Su, N., Shabala, L., Wang, H., Huang, X., Wen, R., Yu, M., Cui, J., & Shabala, S. (2020). Calcium-dependent hydrogen peroxide mediates hydrogen-rich water-reduced cadmium uptake in plant roots. Plant Physiology, 183(3), 1331-1344.

Xiong, P.P., He, C.Q., Oh, K., Chen, X., Liang, X., Liu, X., Cheng, X., Wu, C.L., & Shi, Z.C. (2018). Medicago sativa L. enhances the phytoextraction of cadmium and zinc by Ricinus communis L. on contaminated land in situ. Ecological Engineering, 116, 61-66.

Zengin, F.K., & Munzuroglu, O. (2005). Effects of some heavy metals on content of chlorophyll, proline and some antioxidant chemicals in bean (Phaseolus vulgaris L.) seedlings. Acta Biologica Cracoviensia Series Botanica, 47(2), 157-164.