ارزیابی تحمل به شوری در 43 ژنوتیپ عدس به همراه رقم زراعی مردم

(Abdul-Jaleel et al., 2007). به شرایطی که در آن مقدار نمک­های محلول خاک تا حد زیان­بار افزایش یابد و باعث بروز اثرات مضر در گیاهان شود، شوری گفته می­شود .(Ates et al., 2007) حتی نمک­های ضروری نیز در غلظت­های بالا می‌توانند سبب بروز اثرات تنش شوری شوند ( Sidari et al., 2008). املاح خاک با کاهش پتانسیل آب در محیط ریشه، جذب آب توسط گیاه را با محدودیت رو به رو می‌کنند و عملکرد طبیعی گیاه را دچار اختلال می‌نمایند
 ) (Mauromicale, & Licandro, 2002. میزان خسارت تنش شوری به ژنوتیپ و مراحل نموی گیاه و شدت و مدت زمان تنش بستگی دارد (Manchanda et al., 2008). تنش شوری تقریباً تمامی فرایندهای بیولوژیکی و فیزیولوژیکی اصلی گیاه از جمله فتوسنتز و رشد را در اندازه­های مختلف تحت تأثیر قرار می­دهد
 (Parida & Das, 2005). کاهش رشد (Kerepesi & Galiba, 2000)، جوانه­زنی (Patel et al., 2011) و میزان ماده خشک ریشه، ساقه و برگ در گیاهان تحت تنش شوری گزارش شده است (Huang et al., 2010). مطالعه شاخص­های مورفولوژیکی و فیزیولوژیکی گیاه در شرایط تنش شوری در محیط گلخانه می­تواند در انتخاب گیاهان مقاوم به تنش سودمند باشد (Ashraf and Harris, 2004)، چراکه تغییرات مورفولوژیکی، حاصل تغییرات فیزیولوژیکی و متابولیکی گیاه است و می­تواند به‌منظوربرای غربال اولیه گیاهان جهت بررسی­های بیشتر مورد استفاده قرار گیرد (Ahmad et al., 2005). محتوای پرولین و کلروفیل، از جمله صفات مورد استفاده برای انتخاب اولیه گیاهان متحمل به تنش شوری می­باشد (Ashraf, 2001; Hester et al., 2001)، زیرا تحقیقات نشان داده­اند که بین این شاخص­ها و میزان تحمل به تنش شوری ارتباط وجود دارد؛ این روابط در محیط گلخانه نیز می­تواند صادق باشد (Ashraf, 2004). عدس، یکی از مهم­ترین لگوم­ها در سیستم­های کشت محسوب می­شود که دانه­های آن، سرشار از پروتئین­هایی با کیفیت بالا برای بشر و کاه و کلش آن، غذای با ارزشی در تغذیه دام­ها می­باشد (Katerji et al., 2001). با این که این گیاه به تنش شوری بسیار حساس است (Katerji et al., 2001)، اما بین ژنوتیپ­ها و ارقام مختلف از نظر حساسیت به تنش شوری تفاوت وجود دارد؛ بنابراین برای مهندسی گیاهان متحمل به تنش شوری می­توان از تنوع موجود در ژنوتیپ­ها بهره جست. برای این منظور، بررسی واکنش ژنوتیپ­های مختلف در شرایط تنش شوری می­تواند در شناسایی ژنوتیپ­های برتر برای کارهای اصلاحی بسیار ارزشمند باشد. تحقیق حاضر، جهت مطالعه ژنوتیپ­های عدس موجود در بانک ژن گروه زراعت و اصلاح نباتات پردیس کشاورزی دانشگاه تهران در شرایط تنش شوری انجام شد.

مواد و روش­ها

به‌منظور ارزیابی واکنش ژنوتیپ­های مختلف عدس تحت شرایط تنش شوری، دو آزمایش جداگانه در گلخانه تحقیقاتی گروه زراعت و اصلاح نباتات پردیس کشاورزی و منابع طبیعی دانشگاه تهران انجام شد. هر دو آزمایش با چهار سطح تنش شوری، به صورت فاکتوریل و در قالب طرح کاملاً تصادفی در سه تکرار در بستر خاکی، در گلخانه های با دمای حدوداً c ˚25 با 16 ساعت روشنایی و هشت ساعت تاریکی انجام شد.

در مرحله اول، 43 ژنوتیپ عدس به همراه رقم زراعی مردم از محل بانک ژن پردیس کشاورزی و منابع طبیعی دانشگاه تهران- واقع در کرج، تهیه شد.

خاک مورد استفاده در مرحله اول، دارای شوری طبیعی با هدایت الکتریکی mS/cm 9/24 بود که از خاک­های شور شهرستان نظرآباد کرج تهیه شد. به‌منظور ایجاد سطوح مختلف شوری، خاک مذکور با خاک معمولی که دارای میزان هدایت الکتریکی برابر با mS/cm 78/3 بود، در نسبت­های وزنی دو به یک، یک به یک و یک به دو (به‌ترتیب خاک معمولی و خاک شور) مخلوط شد. خاک­های نهایی به‌ترتیب دارای هدایت الکتریکی mS/cm  78/3 (خاک شاهد)، 95/9، 14 و mS/cm  17 بودند. ضدعفونی بذرها با استفاده از هیپوکلرید سدیم پنج درصد انجام شد و بذرها در سینی­های مخصوص کاشته شدند. آبیاری به‌صورت روزانه با 50 سی­سی آب مقطر برای هر پلات انجام ­شد و شمارش بذرهای سبز شده، هر 24 ساعت و به مدت 14 روز متوالی صورت گرفت. تمامی نمونه­ها در روز پانزدهم برداشت شدند. طول ریشه و ساقه با استفاده از خط­کش و وزن تر ساقه بلافاصله پس از برداشت، با ترازوی حساس اندازه­گیری شد. وزن خشک ریشه و ساقه پس از خشک­کردن کامل در دمایc ˚70، با ترازوی حساس اندازه­گیری شد. سپس با استفاده از فرمول­های زیر، مولفه­هایی نظیر شاخص بنیه گیاهچه (Abdul-Baki and Anderson, 1973) نیز محاسبه شد.

SVI= (A + B) × C

SL= RL+SL

در این معادلات، SVI: شاخص بنیه گیاهچه، A: میانگین طول ساقه اولیه، B: میانگین طول ریشه اولیه، C: درصد جوانه‌زنی نهایی، SL: طول گیاهچه، RL: طول ریشه‌ و SL: طول ساقه است.

جدول 1- اسامی و منشاء ژنوتیپ­های عدس مورد مطالعه در این پژوهش.

Table 1. Names and origin of lentil genotypes studied in this research

در مرحله دوم، سه ژنوتیپ منتخب از مرحله اول که بر اساس واکنش به تنش شوری کلاستربندی شده بودند، انتخاب و به همراه رقم زراعی مردم ارزیابی شدند. برخلاف مرحله اول، در این آزمایش، چهار سطح تیمار شوری (صفر، 60، 120 و 180 میلی­مولار) به‌طور مصنوعی از طریق حل کردن مقادیر مشخصی نمک طعام (NaCl) در آب مقطر تهیه شد. آبیاری پلات­ها با استفاده از محلول­های نمکی صورت گرفت و پلات­های شاهد با آب مقطر آبیاری شدند. تعداد 10 بذر در هر یک از پلات­ها (گلدان‌ها) در بستر خاک معمولی کشت شدند و شمارش بذرهای سبز شده به‌طور روزانه تا 14 روز ادامه یافت. نمونه­گیری در روز پانزدهم انجام شد و بعد از اندازه­گیری وزن تر ریشه و ساقه با استفاده از ترازوی حساس و اندازه­گیری طول ساقه با استفاده از خط­کش، نمونه­ها­ در فویل بسته­بندی شدند و به فریزر 70- درجه سانتی­گراد منتقل شدند. جهت اندازه­گیری محتوی پرولینِ اندام هوایی(Bates, 1937) ، یک دهم گرم از نمونه‌های اندام هوایی برداشته شد و پس از کوبیدن در نیتروژن مایع، با پنج میلی‌لیتر سولفوسالیسیلیک اسید سه درصد مخلوط شد. سپس نمونه‌ها در سانتریفیوژ با سرعت 3000 دور در دقیقه در دمای اتاق به مدت پنج دقیقه قرار گرفت. سوپرناتانت حاصل با پنج میلی‌لیتر اسید استیک گلاسیال و پنج میلی‌لیتر نین‌هیدرین مخلوط شد. سپس نمونه‌ها یک ساعت در حمام آب گرم قرار گرفتند و 10 میلی‌لیتر تولوئن به محلول اضافه شد و به مدت 20 ثانیه با ورتکس مخلوط شد. سپس مقادیر پرولین  موجود در نمونه‌ها با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر در طول موج 520 نانومتر خوانده شد. همچنین جهت استخراج و اندازه‌گیری میزان کلروفیل a و b، کلروفیل کل و کاروتنوئیدها، متناسب با پروتوکل­های مربوطه، مقدار مشخصی از نمونه­های اندام هوایی در نیتروژن مایع در هاون کوبیده شد. به‌منظور استخراج کلروفیل و کاروتنوئید با روش استون  (Arnon, 1967)، نیم گرم از ماده گیاهی با استفاده از نیتروژن مایع در هاون خرد شد و 20 میلی­لیتر استون 80 درصد به نمونه اضافه شد و در سانتریفیوژ با سرعت 6000 دور در دقیقه به مدت 10 دقیقه قرار گرفت. سپس مقداری از عصاره فوقانی در کووت اسپکتوفتومتر ریخته شد و میزان جذب عصاره استخراج­شده در طول موج­های 645، 663 و 470 نانومتر، به‌ترتیب برای کلرفیل b،  a و کاروتنوئید قرائت شد و با استفاده از روابط زیر، میزان کلروفیل a،  b و کل و کاروتنوئید بر حسب میلی­گرم بر گرم وزن تر ماده گیاهی محاسبه شد .(Arnon, 1967; Ebrahimi et al., 2016).

Chlorophyll a (mg/g) = ((12.7× A₆₆₃) – (2.69 × A₆₄₅))  ×V/1000 × W

Chlorophyll b (mg/g) = ((22.9× A₆₄₅) – (4.69 × A₆₆₃))  ×V/1000 × W

Total Chlorophyll (mg/g) = ((20.2× A₆₄₅) – (8.02 × A₆₆₃))  ×V/1000 × W

carotenoid (mg/g) = (100 (A₄₇₀) - 3.27(mg chl. a) – 104(mg chl. b))/227

در روابط بالا، A: میزان جذب در طول موج مورد نظر، V: حجم نهایی استون 80 درصد بر حسب میلی­لیتر و w:  وزن برگ تازه برحسب گرم می­باشد. برای تجزیه و تحلیل داده­ها و در نهایت گروه­بندی ژنوتیپ­های عدس بر اساس واکنش در شرایط شوری، از روش­های چند متغیره آماری استفاده شد. روش­های آماری مورد استفاده، شامل تجزیه و تحلیل مولفه­های اصلی برای تفسیر بهتر رفتار ژنوتیپ­ها بود. برای تجزیه و تحلیل­های آماری و رسم نمودارها از نرم‌افزارهای MSTATC و Excel و برای مقایسه میانگین در آزمایش اول، از آزمون LSD و در آزمایش دوم، از آزمون  دانکن در سطح احتمال پنج درصد استفاده شد. تجزیه خوشه­ای و تجزیه به مؤلفه­های اصلی نیز با نرم­افزار SPSS24 انجام شد.

نتایج و بحث

آزمایش اول

نتایج تجزیه واریانس صفات مورد بررسی در آزمایش اول (جدول 2) نشان داد که اثرات فاکتورهای A و B (به‌ترتیب ژنوتیپ و تنش) و همچنین اثرات متقابل آن‌ها در سطح یک درصد برای کلیه صفات اندازه­گیری­شده معنی­دار بود.

جدول 2- تجزیه واریانس صفات مورد مطالعه در 43 ژنوتیپ و رقم مردم عدس.

Table 2. Variance analysis of the studied traits of 43 genotypes and Mardom cultivar of lentil

^** معنی­دار در سطح احتمال یک درصد

^** Significant at %1 of probability level.

بررسی ترکیبات تیماری (جدول 3) نشان داد که با افزایش سطح تنش شوری در ژنوتیپ­های مختلف، میزان خسارت نیز به صورت معنی­داری افزایش پیدا کرد؛ این خسارت می­تواند به دلیل اختلالات فیزیولوژیکی و فتوسنتزی ناشی از تنش شوری باشد ((Ashraf, 2008. همچنین مطابق با تحقیقات صورت گرفته، شوری از طریق کاهش تعداد و اندازه سلول­ها، باعث کاهش رشد و کاهش وزن خشک گیاه می­شود .(Mirmohammady  et al., 2002)

جدول 3- مقایسه میانگین­ اثر متقابل ژنوتیپ­ها و سطوح تنش بر صفات اندازه­گیری شده.

Table 3. Mean comparison of the interaction effects genotypes and stress levels on measured traits.

* سطوح تنش شوری: شماره 1: خاک معمولی با هدایت الکتریکی  mS/cm78/3، شماره 2: خاک با هدایت الکتریکی mS/cm 95/9، شماره 3: خاک با هدایت الکتریکی mS/cm 14و شماره 4: خاک با هدایت الکتریکی mS/cm 17

Salt stress levels: 1) normal soil, EC=3.78 mS/cm; 2) soil, EC=9.95 mS/cm; 3) soil, EC=14 mS/cm and 4) soil, EC=17 mS/cm.

به‌منظور ارزیابی تنوع ژنتیکی و دسته­بندی ژنوتیپ­ها، از روش­های تجزیه به مولفه­های اصلی و تجزیه خوشه­ای استفاده شد. ژنوتیپ­های مورد مطالعه با استفاده از الگوریتم WARD تجزیه خوشه­ای و میانگین داده­های کلیه صفات، گروه­بندی شدند (شکل 1). برای تعیین محل برش دندوگرام نیز تجزیه­ تابع تشخیص انجام شد (جدول 4).

جدول 4- تجزیه تابع تشخیص برای تعیین برش دندروگرام حاصل از تجزیه خوشه­ای بر اساس کلیه صفات در 44 ژنوتیپ عدس

Table 4.  Discriminant function analysis to determine the location of the dendrogram cutting

بر اساس نتایج تجزیه تابع تشخیص، نمودار دندوگرام برش یافته و چهار گروه ژنوتیپی به‌دست آمد. گروه اول شامل ژنوتیپ­های 608، مردم، 745، 715، 753، 719، 746، 747، 749، 748، 669، 724؛ گروه دوم شامل ژنوتیپ­های 609، 680، 689، 564؛ گروه سوم شامل ژنوتیپ­های 622، 771، 629، 717، 773، 553، 741، 760، 559، 613، 565، 655، 738، 606، 701، 690، 696 و گروه چهارم شامل ژنوتیپ­های 648، 756، 742، 588، 703، 752، 757، 607، 649، 714 و 638 بودند. همچنین تجزیه به مولفه­های اصلی در 44 ژنوتیپ مورد ارزیابی، بر اساس صفات مورد مطالعه نشان داد که حدود 86 درصد از تغییرات کل، توسط دو مولفه­ اصلی اول توجیه شد (جدول 5).

جدول 5- مقادیر ویژه و درصد واریانس تجمعی در تجزیه به مولفه­های اصلی برای ژنوتیپ­های مورد مطالعه.

Table 5.  Eigenvalues and cumulative variance percentage in the principal components analysis for all genotypes.

شکل 1- دندوگرام حاصل از تجزیه­ی خوشه­ای 44 ژنوتیپ عدس با استفاده از روش Ward.

Figure 1. The cluster analysis dendrogram of 44 genotypes of lentil using Ward method.

به طور کلی نتایج تجزیه واریانس آزمایش اول، بیان­گر وجود تنوع ژنتیکی بالا در بین ژنوتیپ­ها بود. با توجه به نتایج دیاگرام تجزیه خوشه­ای در آزمایش اول، از هر خوشه، یک ژنوتیپ شامل ژنوتیپ­های 696، 753 و 638 به همراه رقم زراعی مردم برای انجام مطالعات بیشتر و مقایسه فیزیولوژیک انتخاب شدند.

آزمایش دوم

در تجزیه واریانس صفات مورد بررسی در آزمایش دوم برخلاف آزمایش اول، تنها اثرات متقابل بر صفات وزن تر ساقه، ریشه و گیاهچه معنی­دار شدبه‌دست و در بقیه صفات، مقایسه میانگین برای اثرات اصلی صورت گرفت (جدول 6).

جدول 6- تجزیه واریانس صفات مورد مطالعه در سه ژنوتیپ و رقم مردم عدس.

Table 6. Variance analysis of studied traits in 3 genotypes and Mardom cultivar of lentil.

: کلروفیل.

^α: Chlorophyll

^** ، ^* و ^ns: به‌ترتیب معنی­دار در سطوح احتمال یک و پنج درصد و عدم معنی­دار.

^**,^* and ^ns: Significant at %1 and %5 of probability levels and non significant, respectively.

نتایج مقایسات میانگین نشان داد که با افزایش میزان شوری، وزن تر ساقه، ریشه , گیاهچه (شکل 2) و طول ساقه (شکل a 3) و به‌طورکلی رشد گیاه به صورت معنی­داری در سه ژنوتیپ مورد بررسی و رقم مردم کاهش یافت. کمترین مقدار سه صفت اول در ژنوتیپ 753 و تنش mM 180 و بیشترین آن‌ها در ژنوتیپ 696 و شرایط بدون تنش مشاهده شد. کمترین و بیشترین طول ساقه نیز به‌ترتیب در ژنوتیپ­های 735 و 696 به‌دست آمد (شکل b 3،). این کاهش در رشد می­تواند به دلیل کاهش سطح برگ و در نتیجه از بین رفتن سطح فتوسنتز کننده گیاه باشد .( Shannon, 1986; Garg et al., 2001) همچنین کاهش سطح فتوسنتزکننده، موجب کاهش وزن تر گیاهچه و زیست‌توده گیاه نیز می­شود ((Kerepesi et al., 2000; Parida et al., 2005.

در این آزمایش، با افزایش میزان شوری از صفر به 180 میلی­مولار، علاوه بر سه صفت فوق، میزان کلروفیل کل ژنوتیپ­ها نیز کاهش معنی‌داری یافت. محتوای کلروفیل کل در ژنوتیپ 753 به صورت معنی­داری کمتر از ژنوتیپ­های دیگر به‌دستبود، درحالی‌که سه ژنوتیپ دیگر، اختلاف معنی­دار با هم نداشتند (شکل 4). نتایج مربوط به تجزیه میانگین برای کلروفیل a، b، a/b و a.b نیز به‌ترتیب در قسمت­های a، b، c و d شکل 5 آورده شده است. تنش شوری، موجب کاهش معنی­دار این صفات نسبت به حالت نرمال شد و کمترین میزان این پارامترها در ژنوتیپ 753 به‌دست آمد.

تغییرات کاروتنوئیدها نیز مشابه با تغییرات کلروفیل­ها بود (شکل 6a ). کاروتنوئیدها یکی از رنگدانه­های مهم دستگاه آنتی­اکسیدانی گیاهان می‌باشند که به تخریب اکسیداتیو بسیار حساس هستند .(Havaux, 1998) کلروفیل نیز به‌عنوان رنگدانه اصلی فتوسنتزی، دارای نقش اساسی در میزان تولید انرژی و رشد گیاه است. مطابق با تحقیقات صورت گرفته، این رنگدانه­ها متأثر از تنش شوری می­باشند، به‌طوری‌که تأثیر منفی تنش شوری بر میزان رنگدانه­های فتوسنتزی در گیاه نخود گزارش شده است (.(Mudgal, et al., 2009 متناسب با افزایش میزان شوری از تیمار صفر به 180 میلی­مولار، غلظت پرولین نیز افزایش معنی­دار نشان داد (نمودار b6). در شرایط تنش شوری، یکی از راهکارهای اصلیِ گیاه برای تعدیل تنش اسمزی، تولید مواد متابولیکی آلی از جمله پرولین، بتائین و ساکارز در گیاه می­باشد (Flowers et al., 1977; Greenway et al., 1980). پرولین علاوه بر نقش اسمزی، به‌عنوان یک عامل محافظت­کننده از آنزیم­ها و ساختارهای درون سلولی عمل می‌کند و در مقابله با رادیکال­های آزاد نیز نقش دارد و همچنین در شرایط تنش، به‌عنوان یک ترکیب ذخیره­ای برای کربن و نیتروژن محسوب می­شود (Lutts et al., 1996).

شکل 2- تأثیر سطوح مختلف تنش شوری بر وزن تر ساقه (a)، ریشه (b) و گیاهچه (c) در ژنوتیپ­های مورد مطالعه.

در هر نمودار، ستون‌های دارای حروف مشابه، اختلاف آماری معنی‌داری ندارند.

Figure 2. Effect of different level of salinity stress on shoot (a), root (b) and seedling (c) fresh weights in studied genotypes.In each graph, columns with similar letters are not statistically significant different.

شکل 3- تأثیر سطوح مختلف تنش شوری و ژنوتیپ بر طول ساقه گیاه.در هر نمودار، ستون‌هایی با حروف مشابه اختلاف آماری معنی‌داری ندارند.

.Figure 3. Effect of different levels of salinity stress and genotypes on shoot length. In each graph, columns with similar letters are not statistically significant different.

شکل 4- تأثیر سطوح مختلف شوری و ژنوتیپ بر محتوای کل کلروفیل. در هر نمودار، ستون‌هایی با حروف مشابه، اختلاف آماری معنی‌داری ندارند.

Figure 4. Effect of different levels of salinity stress and genotypes on total Chlorophyll content.

In each graph, columns with similar letters are not statistically significant different.

در آزمایش اول گفته شد که کاهش رشد گیاهان تحت تنش شوری، احتمالاً به دلیل اختلال در فرآیندهای فیزیولوژیک باشد که این فرضیه در آزمایش دوم بررسی و تایید شد.

نتیجه­گیری کلی

رقم مردم، یکی از ارقام مورد کشت عدس توسط زارعین می­باشد که در این پروژه، به‌عنوان معیاری برای سنجش ژنوتیپ­ها استفاده شد. با توجه به نتایج این پژوهش، بسیاری از ژنوتیپ­ها در سطوح مختلف تنش، خسارت کمتری در صفات مورفولوژیک و فیزیولوژیک نسبت به این رقم نشان دادند. البته جهت انتخاب مطمئن ژنوتیپ­های مقاوم به تنش شوری، به مطالعات بیشتر در سطوح مختلف فیزیولوژیک و مولکولی نیاز است تا بتوان با اطمینان بیشتری اقدام به انتخاب ژنوتیپ­های برتر نمود. به‌طور‌کلی نتایج این پروژه نشان می­دهد که ژنوتیپ­های موجود در بانک­های بذری کشور می­توانند پتانسیل خوبی برای ارزیابی و شناسایی ژنوتیپ­های مقاوم به تنش­های مختلف از جمله تنش شوری باشند. با ارزیابی­های بیشتر و دقیق­تر بر روی این ژنوتیپ­ها می­توان ژنوتیپ­های مقاومی را یافت که در کارهای اصلاحی و تولید ارقام با عملکرد بیشتر در شرایط تنش بسیار مفید باشد.

سپاسگزاری

با سپاس فراوان از آقای مهندس محمد انتصاری، آقای مهندس میثم ملکپور و آقای مهندس حمید فضلی و مسئولین بانک ژن به ویژه جناب آقای قدردان، آقای دشتکی، آقای صادقی و آقای محمدی که در انجام این پروژه ما را یاری کردند.

شکل 5- تأثیر سطوح مختلف تنش شوری و ژنوتیپ بر میزان کلروفیل A (a)، B (b)، A/B (c) و A.B (d). در هر نمودار، ستون‌هایی با حروف مشابه، اختلاف آماری معنی‌داری ندارند.

Figure 5. Effect of different levels of salinity stress and genotypes on chlorophyll a (a), chlorophyll b (b), chlorophyll a/b (c) and chlorophyll a.b (d) contents. In each graph, columns with similar letters are not statistically significant different.

شکل 6- تأثیر سطوح مختلف شوری و ژنوتیپ بر محتوای کارتنوئید (a) و پرولین (b). در هر نمودار، ستون‌هایی با حروف مشابه، اختلاف آماری معنی‌داری ندارند.

Figure 6. Effect of different levels of salinity stress and genotypes on carotenoid (a) and prolin (b) contents. In each graph, columns with similar letters are not statistically significant different.

REFERENCES 

1. Abdul-Baki, A. A. & Anderson, J. D. (1973). Vigor determination in soybean seed by multiple criteria. Crop Science, 13(6), 630-633.
2. Abdul-Jaleel C., Gopi R., Sankar B., Manivannan P., Kishorekumar A., Sridharan R. & Panneerselvam R, (2007). Studies on germination, seedling vigour, lipid peroxidation and proline metabolism in Catharanthus roseus seedlings under salt stress. South African Journal of Botany, 73(2), 190-195.
3. Ahmad S., Wahid A., & Rasul E., (2005). Comparative morphological and physiological responses of green gram genotypes to salinity applied at different growth stages. Botanical Bulletin of Academia Sinica, 46, 135-142.
4. Arnon, A. N. (1967). Method of extraction of chlorophyll in the plants. Agronomy Journal, 23, 112-121
5. Ashraf, M. & Harris, P., (2004). Potential biochemical indicators of salinity tolerance in plants. Plant Science, 166(1), 3-16.
6. Ashraf, M. & Q. (2008). Relative membrane permeability and activities of some antioxidant enzymes as the key determinants of salt tolerance in canola (Brassica napus L.). Environmental and Experimental Botany, 63, 266–273.
7. Ashraf, M., (2001). Relationships between growth and gas exchange characteristics in some salt-tolerant amphidiploid” Brassicai” species in relation to their diploid parents. Environmental and Experimental Botany, 45(2), 155-163.
8. Ates, E. & Tekeli, A., (2007). Salinity tolerance of Persian clover (Trifolium resupinatum Var. majus Boiss.) lines at germination and seedling stage. World Journal of Agricultural Sciences. 3(1), 71-79.
9. Bates, L. S., Waldern, R. P. & Tear, I. D. (1973). Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant Soil, 39, 205-207.
10. Ebrahimi, M., Ricki Maryshany, A. & Shirmohammadi, E. (2016). Effect of extract of fast growing species Trifolium alexandrium L. on germination, photosynthetic pigments and nutrient ptake of Prosopis cineraria (L.) Druce. ECOPERSIA,. 4(3), 1491-1506.
11. Flowers, T. J., Troke P. F. & Yeo A. R. (1977). The mechanism of salt tolerance in halophytes. Annual Review of Plant Physiology, 28, 89-121.
12. Garg, B., Kathju, S. & Burman, U., (2001). Influence of water stress on water relations, photosynthetic parameters and nitrogen metabolism of moth bean genotypes. Biologia Plantarum, 44(2), 289-292.
13. Greenway, H. & Munns R. (1980). Mechanism of salt tolerance of nonhalophytes. Plant Physiology, 31, 149-190.
14. Havaux, M. (1998). Carotenoids as membrane stabilizers in chloroplasts. Trends Plant Sciences, 3, 147–151.
15. Hester, M. W., Mendelssohn, I. A. & McKee, K. L. (2001). Species and population variation to salinity stress in” Panicum hemitomon”, “ Spartina patens”, and ” Spartina alterniflora”: morphological and physiological constraints. Environmental and Experimental Botany, 46(3), 277-297.
16. Huang, Z., Chao-xing, H., Zhong-qun, H., Zhi-rong, Z. & Zhi-bin Z. (2010). The effects of arbuscular mycorrhizal fungi on reactive oxyradical scavenging system of tomato under salt tolerance. Agricultural Sciences in China, 9(8), 1150-1159.
17. Katerji, N., van Hoorn, J. W., Hamdyc, A., Mastrorillid, M., Oweis, T. & Erskine, (2001). Response of two varieties of lentil to soil salanity. Agricultural Water Management, 47(3), 179-190.
18. Kerepesi, H. & Galiba, G., (2000). Osmotic and salt stress induced alteration in soluble carbohydrate content in wheat seedling. Crop Science, 40, 482-487.
19. Lutts, S., Kinet, J. M. & Bouharmont, J. (1996). Effects of salt stress on growth, mineral nutrition and proline accumulation in relation to osmotic adjustment in rice (Oryza sativa) cultivars differing in salinity resistance. Plant Growth Regulation, 19, 207-218.
20. Manchanda, G. & Garg, N. (2008). Salinity and its effects on the functional biology of legumes. Acta Physiologia Plantarum, 30, 595-618.
21. Mauromicale, G. & Licandro, P. (2002). Salinity and temperature effects on germination, emergence and seedling growth of global Artichoke. Agronomie, 22, 443-450.
22. Mirmohammadyi S. A. M. & Ghareyazie, B. (2002). Physiological aspects and breeding for salinity stress in plants. Iran, Isfahan University of Technology Press.
23. Mudgal, V., Madaan, N., Mudgal A. & Mishra S. (2009). Changes in growth and metabolic profile of Chickpea under salt stress. Journal of Applied Biosciences, 23, 1436- 1446.
24. Parida, A. K. & Das, A. B. (2005). Salt tolerance and salinity effects on plants: a review. Ecotoxicology and Environmental Safety, 60, 324-349.
25. Patel, N. T., Vaghela, P. M., Patel, A. D. & Pandey, A. N. (2011). Implications of calcium nutrition on the response of ” Caesalpinia crista” (Fabaceae) to soil salinity. Acta Ecologica Sinica, 31(1), 24-30.
26. Sidari, M., Santonoceto, C., Anastasi, U., Preiti, G. & Muscolo, A., (2008). Variations in four genotypes of lentil under NaCl-salinity stress. American journal of Agricultural and Biological, 3(1), 410-416.