پاسخ‌ اکولوژی گیاه هالوفیت Atriplex verucifera به شرایط مختلف تنش شوری و دما در مراحل جوانه‌زنی بذر و رشد گیاهچه

1. مقدمه

شور شدن خاک و آب یکی از تنش­های مهم­ غیرزنده محیطی می­باشد که در عملکرد بهینه محصولات کشاورزی و پوشش گیاهی عرصه منابع طبیعی اختلال ایجاد می­کند (Gill et al., 2024). شور شدن خاک عمدتا به دلیل تجمع نمک­های محلول در آب در نزدیک سطح خاک اتفاق می­افتد که این نمک­ها عمدتا از یون­های سمی سدیم (Na⁺)، پتاسیم (K⁺)، کلر (Cl^-) و سولفات (SO^-₄) تشکیل می­شوند (Ahmed et al., 2020). تنش شوری از طریق ایجاد پتانسیل اسمزی، القای تنش اکسیداتیو و سمیت یونی موجب اختلال در فرایندهای فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی، جذب مواد غذایی و جذب آب شده که در نتیجه رشد و استقرار گیاه را با مشکل مواجه می­کند (Pungin et al., 2023; Balasubramaniam et al., 2023). چندین روش اکولوژیکی، فیزیولوژیکی و ژنتیکی برای کنار آمدن با این مشکل پیشنهاد شده است که یکی از اقتصادی­ترین و مناسب­ترین روش­ها شناسایی، مطالعه اکولوژیکی و معرفی گیاهان متحمل به تنش شوری از جمله گونه­های ارزشمند شورپسند می­باشد (Ghanem et al., 2021). در بسیاری از مطالعات روی گونه­های شورپسند H. sabdariffa (Taghvaei et al., 2022)، K. caspicum (Tobe et al., 2000)، S. liaotungensis
(Song et al., 2023)، S. salsa (Zhang et al., 2021)،S. drummondii  (El-Keblawy et al., 2020)، وS. ferganica  
(Ma et al., 2018) بیان شده است که نوع گونه گیاهی، مرحله رشدی گیاه، طول دوره تنش، میزان غلظت نمک، دمای محیط و کیفیت اولیه بذر تأثیر بالایی بر میزان متحمل­بودن گیاه به تنش شوری در هنگام جوانه­زنی دارد.

در چندین مطالعه روی جوانه­زنی بذر گونه­های شورپسند H. pedunculata (Khan et al., 2006)، A. stocksii
(Al‐Hawija et al., 2012)، H. glomeratus (Ahmed et al., 2020)،S. drummondii  (Gairola et al., 2022) و A. halimus (Castañeda-Loaiza et al., 2024) گزارش شده است که غلظت­های شدید شوری موجب کاهش معنی­دار درصد جوانه­زنی، سرعت جوانه­زنی و در نتیجه کاهش رشد طبیعی گیاهچه شده و میزان خسارت شوری به بنیه بذر در هنگام جوانه­زنی بستگی بالایی به دمای محیط داشته است.

یکی از عوامل محیطی دیگر که اثرات مخربی بر رشد و نمو طبیعی گیاه القا می­کند، دمای پایین می­باشد
 (Manasa et al., 2022). این تنش محیطی به­خصوص در مراحل حساس رشدی گیاهان مانند جوانه­زنی بذر و رشد اولیه گیاهچه از طریق کاهش جذب آب توسط بذر و القای تنش اکسیداتیو موجب کاهش تولید و عملکرد گیاه می­شود (Soualiou et al., 2022). بنابراین کیفیت بذر از جمله درصد جوانه­زنی، سرعت جوانه­زنی، رشد طبیعی گیاهچه و شاخص بنیه بذر نقش تعیین کننده­ای در میزان متحمل­شدن گیاه به تنش­های محیطی دارد و به شدت تحت تأثیر دما، پتانسیل اسمزی ناشی از تنش شوری و به­خصوص اثر متقابل دو پارامتر دما و شوری قرار می­گیرد (Mohammadi et al., 2023).

جوانه­زنی بذر و رشد اولیه گیاهچه از مهمترین مراحل چرخه زندگی گیاهان می­باشد که در پراکنش جغرافیایی و رشد موفقیت­آمیز گیاهان به­خصوص تحت شرایط نامساعد محیطی نقش مهمی دارد (Chen et al., 2021). لازم به ذکر است که این مراحل حیاتی و مهم رشدی گیاهان حتی در گونه­های شورپسند حساسیت بالایی به تنش شوری و دمایی دارند (Gul et al., 2013). بنابراین تعیین دماهای کاردینال (دمای پایه، دمای بهینه و دمای سقف)، ترمال­تایم (نیاز زمان-دمایی)، هیدروتایم (نیاز زمان-رطوبتی) و تعیین اثر دما بر واکنش­پذیری گیاهان به تنش شوری می­تواند در بهبود مطالعات اکولوژیکی جهت کشت موفقیت­آمیز این گیاه در مناطق شور با تغییرات دمایی بالا موثر باشد (Secrafi et al., 2024). همچنین بیان شده است که در گونه­های
 H. ericoides (Vicente et al., 2020)، B. inermis (Liu et al., 2021)، P. karka (Zehra & Khan, 2007) و H. strobilaceum (Qu et al., 2008) حد آستانه تحمل به تنش شوری بستگی بالایی به دمای محیط دارد. بنابراین دمای محیط به خصوص دماهای پایین­تر از دمای بهینه و میزان غلظت شوری از طریق تاثیرگذاری بر شاخصه­های زیستی هیدروتایم، پتانسیل پایه آبی، دمای پایه و ترمال­تایم میزان سازگاری گیاه شورپسند و راهبرد متحمل­شدن به تنش شوری را متغیر می­کند (Zhang et al., 2012).

گیاه Atriplex verucifera یک گونه علوفه­ای چندساله از خانواده Chenopodiacea می­باشد که یکی از گیاهان سازگار در اراضی شور می­باشد (Khodaverdiloo et al., 2020). این گونه گیاهی شورپسند به عنوان یک گیاه علوفه­ای دارای ارزش غذایی بالا برای دام­ها می­باشد که می­تواند برای اهداف مهم و حیاتی از جمله احیای زیست­بوم­های شور، بیابان­زدایی در مناطق خشک، گیاه­پالایی جهت اصلاح مراتع آلوده به عناصر سنگین، تجدید حیات طبیعی و همچنین به عنوان گیاه حفاظتی در تثبیت، کنترل زیستی خاک و جلوگیری از فرسایش آن مورد کشت قرار بگیرد (Nikdel et al., 2009; Liang et al., 2017). موفقیت در کشت این گونه گیاهی باارزش در زیست­بوم­های بایر و شور برای اهداف مختلف نیازمند مطالعه اکولوژیکی جوانه­زنی و رشد گیاهچه تحت شرایط مختلف محیطی می­باشد. همان­طور که بیان شد مراحل اولیه رشد گیاهان حتی در گونه­های شورپسند حساسیت بالایی به شرایط نامساعد محیطی دارند و در نتیجه نقش تعیین کننده­ای در استقرار موفقیت آمیز گیاهان دارند. بنابراین، اهداف این مطالعه شامل موارد زیر بود: 1) شناسایی پاسخ­های اکولوژیکی و فیزیولوژیکی گیاه آتریپلکس به سطوح مختلف تنش شوری، دمای پایین و اثر متقابل این دو تنش در مراحل اولیه رشد گیاه و 2) تعیین دماهای کاردینال.

2. روش­شناسی پژوهش

1-2. جمع­آوری نمونه گیاهی

ابتدا بذرهای گونه Atriplex verucifera از بانک ذخایر ژنتیکی موسسه تحقیقات جنگل­ها و مراتع کشور ایران تهیه شد؛ نتایج پیش­آزمایش نشان داد که قوه­نامیه بذور 90-85 درصد بود. سپس جهت حفظ کیفیت اولیه بذر، بذرها تا زمان اجرای آزمایش در دمای یک درجه سانتی­گراد نگهداری شدند (Mamedi et al., 2024). این مطالعه در آزمایشگاه علوم و تکنولوژی بذر دانشگاه تهران در سال 1402 اجرا شد. در هنگام شروع هر بخش از آزمایش، ابتدا بذرها با آب مقطر شست­وشو داده شد. در ادامه، بذرها در محلول هیپوکلرید سدیم (5/2 درصد) به مدت 40 ثانیه ضدعفونی شدند و سپس فورا با آب مقطر به­طور کامل شست­و­شو شدند
(Mamedi & Sharifzadeh, 2023).

2-2. تعیین دماهای کاردینال

در این بخش از آزمایش، کشت بذرها در قالب طرح کاملا تصادفی با سه تکرار 50 بذری در پتری­دیش شیشه­ای (به قطر نه سانتی­متر) که حاوی هفت میلی­لیتر آب مقطر بود، روی دو لایه بستر کاغذی انجام شد. آزمون جوانه­زنی بذر در ژرمیناتور (Memmert GmbH + Co. KG, Germany) با دماهای ثابت 1، 5، 10، 15، 20، 25، 30، 35 و 40 درجه سانتی­گراد انجام شد. طول دوره جوانه­زنی به مدت 12 روز بود که جهت برآورد سرعت جوانه­زنی (Germination rate) برای تعیین دماهای کاردینال، شمارش بذرهای جوانه­زده به­صورت روزانه انجام شد. برای تعیین سرعت جوانه­زنی در هر یک از دماهای اعمال­شده، از رابطه زیر استفاده شد (Mamedi & Afshari, 2018):        

رابطه (1)                                       

که G_t نشان­دهنده تعداد کل بذرهای جوانه­زده در روز t و T_t نشان­دهنده زمان جوانه­زنی بر حسب روز می­باشد.

در نهایت، جهت پیش­بینی دماهای پایه (T_b)، بهینه (T_O) و سقف (T_C)، داده­های سرعت جوانه­زنی (seed.d^-1) با مدل رگرسیونی دندان-مانند (Dent-like) برازش داده شد (Nazari et al., 2018):

رابطه (2)

 if T ≤  or  ≤ T

که T، T_b، T_O1، T_O2 و T_C به­ترتیب نشان­دهنده دمای محیط جوانه­زنی، دمای پایه، دمای بهینه پایینی، دمای بهینه فوقانی و دمای سقف می­باشند. دقت برازش مدل دندان-مانند با فراسنجه­های جذر میانگین مربعات خطا (RMSE)، ضریب تبیین رگرسیون (R²) و معنی­داری فاصله خط رگرسیون به خط نیمساز (1:1 line) بررسی شد (Moradi-Shakoorian et al., 2023).

3-2. تأثیر تنش شوری و دمای پایین بر مولفه­های کیفیت بذر

در این بخش از آزمایش، اثر تنش شوری و دمای پایین بر صفات فیزیولوژکی بذر مورد مطالعه قرار گرفت. برای اعمال تنش شوری از نمک سدیم­کلرید (NaCl) استفاده شد. غلظت­های مختلف تنش شوری بر حسب مگاپاسکال (MPa) با استفاده از رابطه شماره (3) تهیه شد تا اثر پتانسیل اسمزی (Ψ) ناشی از تنش شوری بر جوانه­زنی بذر تعیین گردد. بنابراین، جوانه­زنی بذر تحت تنش شوری در غلظت­های صفر (شاهد)، 4/0-، 8/0-، 2/1-، 6/1-، 2-، 4/2-، 8/2-، 2/3- (MPa) و دماهای ثابت 1، 5، 10، 15، 20 و 25 درجه سانتی­گراد مورد آزمایش قرار گرفت. این آزمون به­صورت فاکتوریل (شوری  ×دما) در قالب طرح کاملا تصادفی با سه تکرار 50 بذری اجرا شد. آزمون جوانه­زنی بذر در پتری­دیش شیشه­ای حاوی هفت میلی­لیتر محلول شوری در ژرمیناتور بررسی شد. برای تهیه پتانسیل اسمزی غلظت­های مختلف شوری از رابطه زیر استفاده شد (Lang, 1967):

رابطه (3)                                              

که Ψ، C، I، R و T به­ترتیب نشان­دهنده پتانسیل اسمزی (مگاپاسکال)، غلظت مولالیته نمک (gL^-1)، ضریب یونی نمک (برای نمک سدیم کلرید عدد یک می­باشد)، ضریب فشار گاز (0831/0) و دما بر حسب درجه کلوین می­باشد. طول دوره آزمایش 12 روز بود که در نهایت درصد جوانه­زنی نهایی (Final germination percentage)، سرعت جوانه­زنی برای دهک­های 30 (Germination rate of 30% seed population) و 50 درصد (Germination rate of 50% seed population) از جمعیت بذر، درصد گیاهچه نرمال نمو یافته (Normal seedling growth)، طول گیاهچه (Seedling length) و شاخص ویگور بذر
(Seed vigor index) مورد بررسی قرار گرفت. برای اندازه­گیری درصد جوانه­زنی نهایی از رابطه زیر استفاده شد
 (Mamedi et al., 2022):

رابطه (4)                           Final germination percentage (FGP) =

که g نشان­دهنده تعداد کل بذرهای جوانه­زده در شرایط محیطی آزمون­شده می­باشد. زمان جوانه­زنی دهک­های (g) مختلف جمعیت بذر از جمله T₃₀ و T₅₀ با رابطه زیر پیش­بینی شد (Mamedi & Sharifzadeh, 2023):

رابطه (5)                                               

که t₁ و t₂ به­ترتیب نشان­دهنده زمان جوانه­زنی اولیه و ثانویه هستند، به­شرطی­که t₂ > T_g > t₁ باشد. همچنین g₁ و g₂ به­ترتیب نشان­دهنده درصد جوانه­زنی مشاهده­شده اولیه و ثانویه هستند، به­شرطی­که g₂ > g > g₁ باشد که در نهایت با عکس مقدار زمان برآوردشده هر کدام از دهک­های جوانه­زنی (1/T_(g))، مقدار سرعت جوانه­زنی درصدهای مختلف جمعیت بذر (GR_(g)) بر حسب ساعت (1/h) برآورد شد. در نهایت، شاخص ویگور بذر با معادله زیر محاسبه شد (Mamedi et al., 2024):

رابطه (6)            

4-2. تجزیه و تحلیل آماری

همه آزمایش­ها به­صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی در سه تکرار 50 بذری انجام شد. مقایسه میانگین داده­ها با استفاده از آزمون دانکن (Duncan) در سطح احتمال یک درصد صورت گرفت. تجزیه و تحلیل آماری داده­ها با استفاده از برنامه SAS 9.1 انجام شد و ترسیم نمودارها و داده­پردازی­ها با استفاده از نرم­افزار Excel انجام شد.

3. یافته­های پژوهش و بحث

1-3. دماهای کاردینال

نتایج نشان داد که گیاه آتریپلکس از دمای 1 تا 35 درجه سانتی­گراد قابلیت جوانه­زنی را دارد و با افزایش دما به 40 درجه سانتی­گراد، جوانه­زنی به­طور چشمگیری کاهش یافت (شکل 1). همچنین نتایج تجزیه واریانس نشان داد که اثر سطوح مختلف دما بر سرعت­جوانه­زنی در سطح احتمال یک درصد معنی دار بود؛ به­طوری­که بیشترین سرعت جوانه­زنی در دماهای 15، 20 و 25 درجه سانتی­گراد مشاهده شد (شکل 1). بنابراین پنجره مجاز دمایی (T) برای جوانه­زنی بذر این گیاه شورپسند در طیف وسیعی می­باشد که نشان­دهنده سازگار بودن آن به شرایط مختلف دمایی می­باشد. نتایج برازش مدل دندان-مانند نشان داد که دمای بهینه تحتانی (T_O1) و فوقانی (T_O2) این گیاه به­ترتیب 36/15 و 2/35 درجه سانتی­گراد می­باشد. دماهای پایه (T_b) و سقف (T_C) جوانه­زنی بذر به­ترتیب 031/0 و 84/40 درجه سانتی­گراد با دقت برازش بالا (RMSE= 1.26; R²> 0.98) پیش­بینی گردید که نشان­دهنده متحمل­بودن این گیاه به تنش­های شدید دمایی، به­خصوص تنش سرما می­باشد. همچنین بر اساس فراسنجه خط نیمساز (1:1)، مقادیر پیش­بینی­شده بر مقادیر مشاهده­شده از انطباق قابل قبولی برخوردار بودند که نشان­دهنده دقت برازش مدل در تعیین پارامترهای بیولوژیکی دمایی می­باشد (شکل 1). بنابراین، این مدل می­تواند به عنوان ابزار کنترلی در مدیریت کشت Atriplex verucifera به­عنوان گیاه علوفه­ای به­خصوص در مناطق سرد و کوهستانی کمک کند. در چندین مطالعه روی جوانه­زنی بذر گونه گیاهی Hyoscyamus spp. (Akbarfakhrabadi et al., 2023)، C. quinoa (Mamedi et al., 2021) و T. terrestris (Sarmadi et al., 2017)، مدل دندان-مانند با دقت مناسب دماهای کاردینال را برازش داده است. با توجه به پایین­بودن دمای پایه و متحمل­بودن به تنش سرما در هنگام جوانه­زنی، می­توان اظهار کرد که کشت و استقرار این گیاه در فصل­های رشدی اواخر زمستان و یا اوایل بهار موفقیت­آمیز خواهد بود، زیرا با بارندگی یا ذوب­شدن برف مقدار آب قابل دسترس خاک برای رشد بهینه مراحل حساس اولیه گیاه فراهم می­باشد. بنابراین، دماهای کارینال به عنوان یک شاخص بیولوژیکی، می­تواند برای شناخت و ارزیابی پراکنش جغرافیایی گونه­های باارزش متحمل به تنش، تعیین میزان محدویت­های دمایی رشد گیاه، شناسایی تاریخ کشت دقیق و پیش­بینی مراحل حساس رشدی گیاهان جدید در علوم کشاورزی و اکولوژی منابع طبیعی بسیار مفید واقع شود (Sampayo-Maldonado et al., 2019;
 Bidgoly et al., 2018).

شکل 1. تعیین دماهای کاردینال گیاه Atriplex verucifer با برازش داده­های سرعت جوانه­زنی (تعداد بذرهای جوانه­زده در روز) با مدل دندان­مانند
(Dent-like model) و بررسی میزان انطباق مقدار پیش­بینی­شده (Predicted) با مقدار مشاهده­شده (Observed) بر اساس فراسنجه خط نیمساز (1:1 line). (حروف انگلیسی متفاوت نشانگر تفاوت معنی­دار میانگین­ها در سطح احتمال یک درصد با استفاده از آزمون Duncan می­باشد).

2-3. اثر تنش شوری و دمای پایین بر جوانه­زنی بذر و رشد اولیه گیاهچه

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که اثر تنش شوری، دما و اثر متقابل این دو عامل محیطی بر همه شاخص­های کیفیت بذر از جمله درصد جوانه­زنی نهایی (FGP) سرعت جوانه­زنی دهک­های 30 (GR₃₀) و 50 (GR₅₀) از جمعیت بذر، درصد رشد نرمال گیاهچه (NSP)، طول گیاهچه (SL) و شاخص ویگور بذر (SVI) در سطح احتمال یک درصد معنی­دار بود (جدول 1).

جدول 1. تجزیه واریانس صفات جوانه­زنی بذر گیاه Atriplex verucifera تحت شرایط مختلف تنش شوری و دما.

^* نشانگر اختلاف آماری معنی­دار در سطح احتمال پنج درصد است.

نتایج مقایسه میانگین نشان داد که صفات درصد جوانه­زنی بذر (FGP)، سرعت جوانه­زنی دهک­های 30 و 50 از جمعیت بذر، درصد رشد گیاهچه نرمال، طول گیاهچه و شاخص ویگور بذر به طور معنی­داری تحت تأثیر تنش شوری و دمای پایین قرار گرفت (شکل 2). در پتانسیل صفر مگاپاسکال، درصد جوانه­زنی بذر تقریبا در همه سطوح دمایی بیش از 70 درصد مشاهده شد، اما با افزایش شدید تنش سرما به دمای یک درجه سانتی­گراد، درصد جوانه زنی بذر به 33 درصد کاهش یافت. با کاهش پتانسیل اسمزی به 6/1- مگاپاسکال، درصد جوانه­زنی در دماهای 10، 15، 20 و 25 درجه سانتی­گراد تقریبا ثابت ماند، اما در دماهای یک و پنج درجه سانتی­گراد به­ترتیب از 33 و 77 درصد (در پتانسیل صفر مگاپاسکال) به صفر و 50 درصد کاهش یافت (شکل 2). با افزایش پتانسیل اسمزی به 2- مگاپاسکال، جوانه­زنی در دمای پنج درجه سانتی­گراد به صفر کاهش یافت، اما به­طور قابل توجهی در تنش سرما 10 درجه سانتی­گراد، 55 درصد جوانه­زنی مشاهده شد. با افزایش شدید تنش شوری به 4/2-، 8/2- و 2/3- مگاپاسکال، جوانه­زنی بذر فقط در دماهای بهینه 15 (به­ترتیب 64، 55 و 18 درصد)، 20 (به­ترتیب 66، 47 و 12 درصد) و 25 (به­ترتیب 23، 17 و نه درصد) درجه سانتی­گراد مشاهده شد که نشان­دهنده حساس­شدن بذر در هنگام جوانه­زنی به دمای 25 درجه در هنگام شرایط تنش شوری شدید می­باشد. به­عبارت دیگر، تنش سرمایی بهینه (15 درجه سانتی­گراد) حساسیت پاسخ جوانه­زنی بذر را به پتانسیل­های اسمزی منفی­تر تنش شوری کاهش داد، زیرا با افزایش دما به 25 درجه سانتی­گراد، درصد جوانه­زنی به­طور معنی­داری در تنش شدید شوری (4/2-، 8/2- و 2/3- مگاپاسکال) کاهش یافت که نشان­دهنده حساسیت این گونه گیاهی به دمای بالا در هنگام اعمال تنش شوری می­باشد. به­طور کلی، بذر گیاه در طیف وسیعی از پتانسیل اسمزی ناشی از تنش شوری قابلیت جوانه­زنی را داشت که نشان­دهنده متحمل­بودن این گیاه به تنش شوری می­باشد. اما میزان متحمل­بودن به تنش شوری، بستگی بالایی به دمای محیط داشت که این نوعی پاسخ اکولوژی گیاه برای سازگار­شدن به شرایط نامساعد محیطی می­باشد.

نتایج مقایسه میانگین نشان داد که سرعت جوانه­زنی بذر دهک­های مختلف جمعیت بذر نیز به­طور معنی­داری تحت تأثیر سطوح مختلف شوری و دمایی قرار گرفت. با کاهش تدریجی پتانسیل اسمزی، سرعت جوانه­زنی به طور­چشمگیری در همه دماها کاهش یافت که نشان­دهنده حساسیت بالای این صفت به شرایط محیطی می­باشد. برعکس درصد جوانه­زنی، بیشترین مقدار سرعت جوانه­زنی در دمای 25 درجه سانتی­گراد مشاهده شد. اما با افزایش تنش شوری به 4/2- و 8/2- مگاپاسکال بیشترین مقدار سرعت جوانی­زنی دهک 30 از جمعیت بذر در دماهای 15 و 20 درجه سانتی­گراد حاصل شد؛ زیرا، با افزایش دما به 25 درجه سانتی­گراد، درصد جوانه­زنی در این دو پتانسیل شدید شوری به زیر 20 درصد کاهش یافت (شکل 2). همچنین نتایج نشان داد که با فزایش تنش شوری به 8/2- مگاپاسکال، بیشترین مقدار سرعت جوانی­زنی دهک 50 از جمعیت بذر در دمای 15 درجه سانتی­گراد حاصل شد، زیرا با افزایش دما به 20 درجه سانتی­گراد، درصد جوانه­زنی در این پتانسیل شوری به زیر 50 درصد کاهش یافت (شکل 2).

نتایج این مطالعه نشان می­دهد که تنش سرمایی 15 درجه سانتی­گراد موجب متحمل­شدن گیاه به تنش شدید شوری در مراحل حساس اولیه رشدی می­شود. به احتمال زیاد، این نوع پاسخ شاید یک نوع سازگاری اکولوژیکی گیاه به تنش شدید شوری می­باشد، زیرا افزایش دما تا 25 درجه سانتی­گراد، موجب کاهش متحمل­شدن گیاه در مراحل اولیه رشدی به تنش شدید شوری شد. در­صورتی­که کاهش جوانه­زنی در شرایط شوری ناشی از سمیت یون باشد بهبود جوانه­زنی در دمای 15 درجه سانتی­گراد در شرایط شور حاکی از آن است که احتمالا در این دما جذب یون­ها توسط سلول­های جنینی کاهش یافته و از سمیت یون کاسته شده و باعث بهبود جوانه­زنی دمای 15 نسبت به دماهای 20 و دماهای گرم­تر شده است.

گزارش شده است که تنش شوری از طریق القای سمیت یونی، تنش اکسیداتیو و تنش اسمزی و درنتیجه تخریب بخش­های حیاتی سلول موجب کاهش سرعت­جوانه­زنی شده و در نتیجه فرآیند جوانه­زنی را با مشکل مواجه می­کند
 (Hajihashemi et al., 2020). به­طور کلی، نتایج نشان داد که بذرها قابلیت جوانه­زنی در شدیدترین سطح شوری و تنش سرمایی را داشتند. در این رابطه گزارش شده است که سلول گیاهان شورپسند دارای بیشترین مقدار میتوکندری می­باشد که در نتیجه انرژی لازم را برای زنده­ماندن تحت شرایط نامساعد تنش محیطی مهیا می­کند (Shahid et al., 2020). همچنین با توجه به قابلیت درصد و سرعت جوانه­زنی بالا در غلظت­های شدید شوری، می­توان Atriplex verucifera را در دسته گیاهان شورپسند بسیار مقاوم قرار داد (Zhang et al., 2015). بنابراین شاخص­های درصد و سرعت جوانه­زنی از مهمترین پاسخ­های اکوفیزیولوژیکی می­باشند که در تعیین میزان متحمل­بودن گونه­های شورپسند S. europaea (Calone et al., 2020)، H. perfoliata (Alhaddad et al., 2021)، S. drummondii  (El-Keblawy et al., 2020)، S. maritima (Seal et al., 2018) و S. vermiculata (Gairola et al., 2022) به تنش شوری و دما مورد مطالعه قرار گرفته­اند، زیرا این مراحل رشد و نمو در استقرار موفقیت­آمیز و پراکنش اکولوژیکی گونه­های شورپسند نقش تعیین­کننده­ای دارند.

صفات رشد گیاهچه نرمال، طول گیاهچه و شاخص ویگور بذر نیز به­طور معنی­داری تحت تأثیر اثر متقابل دمای پایین و تنش شوری قرار گرفتند. برعکس صفات درصد و سرعت جوانه­زنی، بیشترین درصد گیاهچه نرمال در کلیه سطوح پتانسیل اسمزی در دمای 15 درجه سانتی­گراد حاصل شد (شکل 3)؛ به­طوری­که با افزایش پتانسیل اسمزی به 8/2- بار، رشد گیاهچه نرمال فقط در دمای 15 درجه سانتی­گراد مشاهده شد و در سایر دماهای آزمون­شده به­طور کامل به صفر کاهش یافت. همچنین در پتانسیل اسمزی 4/2- مگاپاسکال، فقط در دماهای 15 و 20 درجه سانتی­گراد، رشد گیاهچه نرمال مشاهده شد که مقدار آن به­ترتیب برابر با 34 و 16 درصد بود. همچنین نتایج نشان داد که بیشترین شاخص­های طول گیاهچه و ویگور بذر در تنش­های شدید شوری در دمای 15 درجه سانتی­گراد مشاهده شد (شکل 3). همچنین با افزایش دما به 25 درجه سانتی­گراد، شاخص­های فیزیولوژکی جوانه­زنی بذر در تنش شدید شوری به­طور معنی­داری کاهش یافت که نشان­دهنده اثر منفی دمای بالا به میزان متحمل­شدن این گیاه به تنش شوری در هنگام رشد اولیه می­باشد. بنابراین، بیشترین پاسخ­های متحمل به تنش شدید شوری در دمای پایین 15 درجه سانتی­گراد مشاهد شد. این پاسخ نشان می­دهد که استقرار گیاهچه این گیاه در اکوسیستم­های شور، در دمای پایین 15 درجه سانتی­گراد موفقیت­آمیز خواهد بود؛ زیرا نتایج نشان داد که حتی در تنش سرمایی شدید پنج و 10 درجه سانتی­گراد، بذرها علاوه­بر جوانه­زنی، قابلیت ایجاد گیاهچه نرمال در تنش­های شدید شوری (به­ترتیب تا 2/1- و 2- مگاپاسکال) را داشتند (شکل 3). لازم به ذکر است، در تنش سرمایی یک درجه سانتی­گراد، بذرها تا دهک 30 قابلیت جوانه­زنی را داشتند، اما توانایی رشد و نمو بیشتر برای عبور به مرحله رشدی گیاهچه را نداشتند. همچنین در تنش شدید شوری 2/3- مگاپاسکال، توانایی بذرها برای عبور از مرحله رشدی جوانه­زنی به گیاهچه نرمال در همه سطوح دمایی به صفر کاهش یافت.

در این مطالعه، تنش شدید سرما (یک درجه سانتی­گراد) بنیه بذر به­خصوص رشد طبیعی گیاهچه را به­طور معنی­داری تحت تأثیر قرار داد. در این رابطه بیان شده است که تنش سرما به­طور مستقیم از طریق تأثیر مخرب بر ساختار غشای سلول منجر به تغییرات فیزیولوژیکی و بیوشیمایی در سطح سلول می­شود (Hassan et al., 2021). از بین­رفتن ساختار غشاء در طول دوره تنش سرما، منجر به تغییر هدایت الکتریکی، انتقال یون­ها، فرآیند طبیعی تنفس سلولی، ترکیبات چربی موجود در ساختار غشاء سلول و پتانسیل اسمزی درون سلول می­شود که در نهایت منجر به کاهش رشد بهینه گیاه به­خصوص در مراحل حساس رشدی می­شود (Ritonga & Chen, 2020). در گیاهان متحمل به تنش سرما، فرآیندهای فیزیولوژیکی مانند افزایش میزان پروتئین مرتبط با متحمل­شدن به سرما (مانند LEA، HSP و دهیدرین­ها)، کربوهیدارت محلول، آسیمیلات­ها، پرولین و آنتی­اکسیدان­ها موجب حفظ یکپارچگی و پایداری ساختار غشای سلول تحت تنش سرما می­شوند (Saleem et al., 2021).

شکل 2. مقایسه میانگین صفات درصد جوانه­زنی (FGP, A) و سرعت جوانه­زنی دهک­های 30 (GR₃₀, B) و 50 (GR₅₀, C) از جمعیت بذر Atriplex verucifera تحت سطوح مختلف تنش شوری و دمایی. حروف انگلیسی متفاوت نشانگر تفاوت معنی­دار میانگین­ها در سطح احتمال یک درصد براساس آزمون Duncan می­باشد.

شکل 3. مقایسه میانگین صفات درصد رشد گیاهچه نرمال (NSP, A)، طول گیاهچه (SL, B) و شاخص ویگور بذر (SVI, C) Atriplex verucifera تحت سطوح مختلف تنش شوری و دمایی. حروف انگلیسی متفاوت نشانگر تفاوت معنی­دار میانگین­ها در سطح احتمال یک درصد براساس آزمون Duncan می­باشد.

بنابراین، قابلیت رشد گیاهچه با کاهش دما به 15 درجه سانتی­گراد به­خصوص در غلظت­های شدید شوری افزایش یافت که نشان­دهنده اثر دمای پایین بر سازگار و متحمل­شدن گیاه به تنش شوری می­باشد. در چند مطالعه روی گونه­های شورپسند
A. lagopoides (Bhatt et al., 2020)،  H. strobilaceum(Qu et al., 2008)، S. salsa (Zhang et al., 2021)، S. ramosissima (Mesa-Marín et al., 2019) و  S. vermiculata(El-Keblawy et al., 2018) گزارش شده است که اثر متقابل عوامل محیطی دما و شوری نقش تعیین­کننده در میزان متحمل شدن گیاه به تنش شوری در مراحل حساس اولیه رشدی دارد. همچنین به نظر می­رسد که علت متحمل­شدن این گیاه شورپسند به تنش­های شدید شوری به دلیل استفاده از یون سدیم (Na⁺) به عنوان تنظیم­کننده و پایدار نگه­داشتن پتانسیل اسمزی (Ψ) درون سلول و در نتیجه قابلیت جذب راحت آب در پتانسیل اسمزی منفی­تر برای رشد و بسط سلول­های گیاهچه باشد (Rahman et al., 2021). به­طور مشابه، در یک مطالعه بر جوانه­زنی بذر گیاه شورپسند D. harra گزارش شده است که کاهش رشد گیاهچه در تنش­های شدید شوری در دماهای بالاتر و کمتر از 15 درجه سانتی­گراد، شاید به دلیل القای خواب ثانویه برای جلوگیری از زوال گیاهچه و در نتیجه حفظ پایداری تراکم جمعیت گیاه در زیستگاه شور باشد
 (Tlig et al., 2008).

4. نتیجه­گیری

به­طور کلی، نتایج این تحقیق نشان داد که گیاه A. verucifera در هنگام مواجهه با شرایط مختلف دمایی و پتانسیل اسمزی ناشی از تنش شوری، سازوکار جوانه­زنی مختلفی داشت. یافته­های این تحقیق نشان داد که در شرایط دمایی گرمتر (25 درجه سانتی­گراد) سرعت جوانه­زنی در تنش شوری بهبود یافت، اما درصد جوانه­زنی و رشد گیاهچه نرمال کاهش یافت. به­طوری­که، بیشترین تحمل به تنش شدید شوری (8/2- مگاپاسکال) در هنگام جوانه­زنی و رشد اولیه گیاهچه در دمای پایین 15 درجه سانتی­گراد مشاهده شد که نشان­دهنده اثر دما بر میزان متحمل­شدن به تنش شوری در هنگام جوانه­زنی بذر می­باشد. بذر این گیاه در طیف وسیع دمایی (از یک تا 40 درجه سانتی­گراد) قابلیت جوانه­زنی را داشت. این یافته­ها می­تواند در تفسیر پاسخ­های اکولوژیکی و فیزیولوژیکی جوانه­زنی بذر این گیاه در بهبود متحمل­شدن جوانه­زنی بذر به تنش شوری و در نتیجه افزایش شانس استقرار موفقیت­آمیز این گیاه در اکوسیستم­های شور همراه با تنش دمایی بسیار مفید واقع شود. همچنین، اطلاعات به­دست­آمده از این مطالعه می­تواند باعث درک بیشتر زیست­شناس­ها در برنامه­های اصلاحی شده و برای بهبود رشد این گونه گیاهی در مناطق شور موثر واقع شود.

5. منابع

Ahmed, M.Z., Parveen, F., Gulzar, S., Gul, B., & Khan, M.A. (2020). Effects of chloride and sulfate salts on seed germination of halophytes from dry alpine climate. Journal of Plant Nutrition, 43(15), 2299-2310.

Akbarfakhrabadi, A., Tavakkol Afshari, R., & Tolyat Abolhasani, M. (2023). Determination of cardinal temperatures and evaluation of seed germination response of five seed ecotypes of (Hyoscyamus spp.) medicinal plant to temperature and water potential. Iranian Journal of Seed Science and Technology, 12(4), 1-17.

Alhaddad, F.A., Abu-Dieyeh, M.H., ElAzazi, E.S.M., & Ahmed, T.A. (2021). Salt tolerance of selected halophytes at the two initial growth stages for future management options. Scientific Reports, 11(1), 10194.

Al‐Hawija, B.N., Partzsch, M., & Hensen, I. (2012). Effects of temperature, salinity and cold stratification on seed germination in halophytes. Nordic Journal of Botany, 30(5), 627-634.

Balasubramaniam, T., Shen, G., Esmaeili, N., & Zhang, H. (2023). Plants’ response mechanisms to salinity stress. Plants, 12(12), 2253.

Bhatt, A., Gairola, S., Carón, M.M., Santo, A., Murru, V., El-Keblawy, A., & Mahmoud, T. (2020). Effects of light, temperature, salinity, and maternal habitat on seed germination of Aeluropus lagopoides (Poaceae): An economically important halophyte of arid Arabian deserts. Botany, 98(2), 117-125.

Bidgoly, R.O., Balouchi, H., Soltani, E., & Moradi, A. (2018). Effect of temperature and water potential on Carthamus tinctorius (L.) seed germination: Quantification of the cardinal temperatures and modeling using hydrothermal time. Industrial Crops and Products, 113, 121-127.

Calone, R., Sanoubar, R., Noli, E., & Barbanti, L. (2020). Assessing Salicornia europaea tolerance to salinity at seed germination stage. Agriculture, 10(2), 29.

Chen, L., Lu, B., Liu, L., Duan, W., Jiang, D., Li, J., & Bai, Z. (2021). Melatonin promotes seed germination under salt stress by regulating ABA and GA₃ in cotton (Gossypium hirsutum L.). Plant Physiology and Biochemistry, 162, 506-516.

El-Keblawy, A., Al-Shamsi, N., & Mosa, K. (2018). Effect of maternal habitat, temperature and light on germination and salt tolerance of Suaeda vermiculata, a habitat-indifferent halophyte of arid Arabian deserts. Seed Science Research, 28(2), 140-147.

El-Keblawy, A., Elnaggar, A., Tammam, A., & Mosa, K.A. (2020). Seed provenance affects salt tolerance and germination response of the habitat-indifferent Salsola drummondii halophyte in the arid Arabian deserts. Flora, 266, 151592.

Hassan, M.A., Xiang, C., Farooq, M., Muhammad, N., Yan, Z., Hui, X., & Jincai, L. (2021). Cold stress in wheat: Plant acclimation responses and management strategies. Frontiers in Plant Science, 12, 676884.

Gairola, S., Hameed, A., Rasheed, A., Alketbi, A., Aljasmi, M., & El-Keblawy, A. (2022). Seed germination and salinity tolerance of habitat-indifferent halophytes as associated with geographical distribution. Seed Science and Technology, 50(2), 125-140.

Ghanem, A.M.F., Mohamed, E., Kasem, A.M., & El-Ghamery, A.A. (2021). Differential salt tolerance strategies in three halophytes from the same ecological habitat: Augmentation of antioxidant enzymes and compounds. Plants, 10(6), 1100.

Gill, S., Ramzan, M., Naz, G., Ali, L., Danish, S., Ansari, M.J., & Salmen, S.H. (2024). Effect of silicon nanoparticle-based biochar on wheat growth, antioxidants and nutrients concentration under salinity stress. Scientific Reports, 14(1), 6380.

Castañeda-Loaiza, V., Rodrigues, M.J., Fernandes, E., & Custódio, L. (2024). A Comparative study of the influence of soil and non-soil factors on seed germination of edible salt-tolerant species. Horticulturae, 10(8), 872.

Gul, B., Ansari, R., Flowers, T.J., & Khan, M.A. (2013). Germination strategies of halophyte seeds under salinity. Environmental and Experimental Botany, 92, 4-18.

Gairola, S., Hameed, A., Rasheed, A., Alketbi, A., Aljasmi, M., & El-Keblawy, A. (2022). Seed germination and salinity tolerance of habitat-indifferent halophytes as associated with geographical distribution. Seed Science and Technology, 50(2), 125-140.

Hajihashemi, S., Skalicky, M., Brestic, M., & Pavla, V. (2020). Cross-talk between nitric oxide, hydrogen peroxide and calcium in salt-stressed Chenopodium quinoa Willd. at seed germination stage. Plant Physiology and Biochemistry, 154, 657-664.

Khan, M.A., Ahmed, M.Z., & Hameed, A. (2006). Effect of sea salt and L-ascorbic acid on the seed germination of halophytes. Journal of Arid Environments, 67(3), 535-540.

Khodaverdiloo, H., Han, F.X., Hamzenejad Taghlidabad, R., Karimi, A., Moradi, N., & Kazery, J.A. (2020). Potentially toxic element contamination of arid and semi-arid soils and its phytoremediation. Arid Land Research and Management, 34(4), 361-391.

Liang, L., Liu, W., Sun, Y., Huo, X., Li, S., & Zhou, Q. (2017). Phytoremediation of heavy metal contaminated saline soils using halophytes: Current progress and future perspectives. Environmental Reviews, 25(3), 269-281.

Lang, A.R.G. (1967). Osmotic coefficients and water potentials of sodium chloride solutions from 0 to 40 °C. Australia Journal of Chemistry, 20, 2017–2023.

Liu, Y., Zhang, S., De Boeck, H.J., & Hou, F. (2021). Effects of temperature and salinity on seed germination of three common grass species. Frontiers in Plant Science, 12, 731433.

Ma, Y., Wang, J., Zhang, J., Zhang, S., Liu, Y., & Lan, H. (2018). Seed heteromorphism and effects of light and abiotic stress on germination of a typical annual halophyte Salsola ferganica in cold desert. Frontiers in Plant Science, 8, 2257.

Mamedi, A., & Afshari, R.T. (2018). Evaluation of pre-harvest sprouting resistance and study of seedling establishment modeling and phonological characteristics in three cultivars of quinoa (Chenopodium quinoa Willd.). Iranian Journal of Seed Science and Technology, 7(1), 213-221.

Mamedi, A., Salehi, P., & Divargar, F. (2022). Response of F. arundinacea seed germination to temperatures, water potentials, and priming treatments using hydro-and thermal-time models. Physiology and Molecular Biology of Plants, 28(8), 1545-1558.

Mamedi, A., & Sharifzadeh, F. (2023). Hydrotime analysis of Chenopodium quinoa seed germination responses to combined effects of NaCl-induced osmotic stress (Ψ), chilling temperature (T), and Ca²⁺-priming treatment. Journal of Soil Science and Plant Nutrition, 23(2), 2299-2315.

Mamedi, A., Sharifzadeh, F., & Amiri, R.M. (2021). Evaluation of quinoa seed germination variability to temperature, drought and saline stress. Iranian Journal of Seed Science and Technology, 10(4), 57-67.

Mamedi, A., Sharifzadeh, F., Maali-Amiri, R., & Divargar, F. (2024). Physiological and biological responses of Ca²⁺-primed quinoa seed longevity stored at different hermetic storage conditions. Journal of Plant Growth Regulation, 1-18.

Manasa, L., Panigrahy, M., Panigrahi, K.C., & Rout, G.R. (2022). Overview of cold stress regulation in plants. The Botanical Review, 88(3), 359-387.

Mesa-Marín, J., Pérez-Romero, J.A., Mateos-Naranjo, E., Bernabeu-Meana, M., Pajuelo, E., Rodríguez-Llorente, I.D., & Redondo-Gómez, S. (2019). Effect of plant growth-promoting rhizobacteria on Salicornia ramosissima seed germination under salinity, CO₂ and temperature stress. Agronomy, 9(10), 655.

Mohammadi, M., Pouryousef, M., & Farhang, N. (2023). Study on germination and seedling growth of various ecotypes of fennel (Foeniculum vulgare Mill.) under salinity stress. Journal of Applied Research on Medicinal and Aromatic Plants, 34, 100481.

Moradi-Shakoorian, Z., Delshad, M., Diaz-Perez, J.C., Askari-Sarcheshmeh, M.A., Nambeesan, S., & Mamedi, A. (2023). Onion (Allium cepa L.) seed germination affected by temperature and water potential: Hydrothermal time model. Journal of Applied Research on Medicinal and Aromatic Plants, 35, 100495.

Nazari, M., Mamedi, A., & Hoseine, S. (2018). The evaluation response of onion (Allium cepa) seed germination to temperature by thermal-time analysis and determine cardinal temperatures by using nonlinear regression. Iranian Journal of Field Crop Science, 48(4).

Nikdel, M., Sadaghian, B., Talebpour, A.H., & Shahmoradi, A.A. (2009). Introduction of the pests associated with Atriplex verrucifera MB and their distribution in East Azarbijan province rangelands. Iranian Journal of Forest and Range Protection Research, 7(2), 90-99.

Pungin, A., Lartseva, L., Loskutnikova, V., Shakhov, V., Popova, E., Skrypnik, L., & Krol, O. (2023). Effect of salinity stress on phenolic compounds and antioxidant activity in halophytes Spergularia marina (L.) Griseb. and Glaux maritima (L.) cultured in vitro. Plants, 12(9), 1905.

Qu, X.X., Huang, Z.Y., Baskin, J.M., & Baskin, C.C. (2008). Effect of temperature, light and salinity on seed germination and radicle growth of the geographically widespread halophyte shrub Halocnemum strobilaceum. Annals of Botany, 101(2), 293-299.

Rahman, M.M., Mostofa, M.G., Keya, S.S., Siddiqui, M.N., Ansary, M., Das, A., & Tran, L. (2021). Adaptive mechanisms of halophytes and their potential in improving salinity tolerance in plants. International Journal of Molecular Sciences, 22(19), 10733.

Ritonga, F.N., & Chen, S. (2020). Physiological and molecular mechanism involved in cold stress tolerance in plants. Plants, 9(5), 560.

Sampayo-Maldonado, S., Ordoñez-Salanueva, C.A., Mattana, E., Ulian, T., Way, M., Castillo-Lorenzo, E., & Flores-Ortíz, C.M. (2019). Thermal time and cardinal temperatures for germination of Cedrela odorata (L.). Forests, 10(10), 841.

Sarmadi, A., Afshari, R.T., Mashhadi, H.R., & Mamedi, A. (2017). Cardinal temperatures for germination of Tribulus terrestris. Iranian Journal of Field Crop Science, 48(2), 413-419.

Seal, C.E., Barwell, L.J., Flowers, T.J., Wade, E.M., & Pritchard, H.W. (2018). Seed germination niche of the halophyte Suaeda maritima to combined salinity and temperature is characterized by a halothermal time model. Environmental and Experimental Botany, 155, 177-184.

Secrafi, M., Bakhshandeh, E., Boughalleb, F., & Abdellaoui, R. (2024). Exploring temperature and salinity effects on seed germination in North African pastoral grasses: A halo-thermal modeling approach in the context of climate change. Environmental and Experimental Botany, 222, 105765.

Shahid, M.A., Sarkhosh, A., Khan, N., Balal, R. M., Ali, S., Rossi, L., & Garcia-Sanchez, F. (2020). Insights into the physiological and biochemical impacts of salt stress on plant growth and development. Agronomy, 10(7), 938.

Song, J., Wang, H., Chu, R., Zhao, L., Li, X., An, S., & Li, Q. (2023). Differences in physiological characteristics, seed germination, and seedling establishment in response to salt stress between dimorphic seeds in the halophyte Suaeda liaotungensis. Plants, 12(6), 1408.

Saleem, M., Fariduddin, Q., & Janda, T. (2021). Multifaceted role of salicylic acid in combating cold stress in plants: A review. Journal of Plant Growth Regulation, 40(2), 464-485.

Soualiou, S., Duan, F., Li, X., & Zhou, W. (2022). Crop production under cold stress: An understanding of plant responses, acclimation processes, and management strategies. Plant Physiology and Biochemistry, 190, 47-61.

Taghvaei, M., Nasrolahizadehi, A., & Mastinu, A. (2022). Effect of light, temperature, salinity, and halopriming on seed germination and seedling growth of Hibiscus sabdariffa under salinity stress. Agronomy, 12(10), 2491.

Tlig, T., Gorai, M., & Neffati, M. (2008). Germination responses of Diplotaxis harra to temperature and salinity. Flora, 203(5), 421-428.

Tobe, K., Li, X., & Omasa, K. (2000). Seed germination and radicle growth of a halophyte, Kalidium caspicum (Chenopodiaceae). Annals of Botany, 85(3), 391-396.

Vicente, M.J., Martínez-Díaz, E., Martínez-Sánchez, J.J., Franco, J.A., Bañón, S., & Conesa, E. (2020). Effect of light, temperature, and salinity and drought stresses on seed germination of Hypericum ericoides, a wild plant with ornamental potential. Scientia Horticulturae, 270, 109433.

Zehra, A., & Khan, M.A. (2007). Comparative effect of NaCl and sea salt on germination of halophytic grass Phragmites karka at different temperature regimes. Pakistan Journal of Botany, 39(5), 1681-1694.

Zhang, H., Hu, M., Ma, H., Jiang, L., Zhao, Z., Ma, J., & Wang, L. (2021). Differential responses of dimorphic seeds and seedlings to abiotic stresses in the halophyte Suaeda salsa. Frontiers in Plant Science, 12, 630338.

Zhang, H., Irving, L.J., Tian, Y., & Zhou, D. (2012). Influence of salinity and temperature on seed germination rate and the hydrotime model parameters for the halophyte, Chloris virgata, and the glycophyte, Digitaria sanguinalis. South African Journal of Botany, 78, 203-210.

Zhang, H., Zhang, G., Lü, X., Zhou, D., & Han, X. (2015). Salt tolerance during seed germination and early seedling stages of 12 halophytes. Plant and Soil, 388, 229-241.