تاثیر قارچ‌های اندوفیتAlternaria chlamydospora ،Fusarium equiseti و Curvularia spicifera بر جوانه‌زنی بذور گندم نان تحت تنش خشکی مصنوعی

. مقدمه

گندم یکی از محصولات استراتژیک دنیا می­باشد که نزدیک به 20 درصد نیاز جوامع انسانی به مواد مغذی و انرژی را تامین می­کند (Benlioğlu et al., 2024). با این حال، از یک طرف، تولید این محصول متاثر از حوادثی مثل تغییر اقلیم و تنش­های محیطی قرار دارد و از طرف دیگر، نیاز جوامع انسانی به خاطر گسترش جمعیت به این محصول مهم در حال افزایش است
 (Pour-Aboughadareh et al., 2021). جوانه­زنی یکی از مراحل کلیدی در چرخه زندگی گندم به شمار می­آید که فرآیندهای رشد و نمو، عملکرد و کیفیت را تحت تاثیر قرار می­دهد (Cardarelli et al., 2022). خشکی بر خصوصیات مختلف جوانه­زنی نظیر درصد جوانه­زنی اثر چشمگیری می­گذارد (Benlioğlu et al., 2024). کمبود آب کافی سبب اختلال در فرایند آبنوشی بذر و فعال­سازی آنزیم­های درگیر در جوانه­زنی و فرآیندهای متابولیکی می­شود. چنین اختلالاتی منجر به عدم جوانه­زنی یا عدم یکنواختی در جوانه­زنی بذور می­شوند (Vuković et al., 2022).

میان­کنش­های قارچ­های اندوفیت، نقش کلیدی در تحول و تنوع زیستی گیاهان دارند (Trentin et al., 2024). این قارچ­ها باعث تقویت جوانه­زنی و رشد گیاهچه می­شوند (Leroy et al., 2019). این ویژگی در کنار افزایش توان سازگاری گیاهان در مقابله با تنش­های زیستی و غیر زیستی (Hubbard et al., 2012)، تیمار با قارچ­های اندوفیت را به روش امیدبخشی برای کشاورزی در نواحی نیمه­خشک تبدیل ساخته است (Marthandan et al., 2020). از میان اندوفیت­های قارچی، سه گونه
Alternaria chlamydospora  (Shikur Gebremariam et al., 2018)،Fusarium equiseti  
(Perelló et al. 2013) و Curvularia spicifera (Qostal et al., 2019) مورد توجه قرار گرفته­اند. حضور اندوفیت
C. spicifera  در آمریکا، اروپا، آسیا و آفریقا با تأثیر ناچیز بر عملکرد گیاهان گزارش شده است. به گفتهQostal et al.  (2019)، این قارچ دارای بیماری­زایی کمی است، اما به هنگام اپیدمی و تحت شرایط خاص، شاید بتواند باعث کاهش عملکرد گندم و جو شود. بر مبنای مشاهداتShikur Gebremariam et al.  (2018)، قارچ آسکومیست رشته­ای F. equiseti برای گندم بیمارگر مهمی نیست و لذا خسارت زیادی به بار نمی­آورد. اندوفیتA. chlamydospora  دارای دامنه تاثیر متنوعی بر جوانه­زنی و رشد گیاهچه است (Perelló et al., 2013). 

اجداد گندم (Aegilops) دارای تنوع قارچ­های اندوفیت چشمگیری هستند که از آن می­توان برای به­نژادی مبتنی بر مایکوبیوم بهره جست. گونه­های آژیلوپس Aegilops tauschii (دارای ژنومD )، Ae. triuncialis (دارای ژنوم (UC و
Ae. cylindrical (دارای ژنوم DC) به­خاطر صفات باارزش خود مورد توجه به­نژادگران قرار گرفته­اند (Li et al., 2024).

تاکنون، مطالعات متعددی در حوزه تاثیر تنش خشکی بر جوانه­زنی بذور و استفاده از تیمارهای پرایمینگ زیستی برای کاهش اثر خشکی انجام شده است. در پژوهشی،Hubbard et al.  (2012) نشان دادند که خشکی باعث کاهش خصوصیات جوانه­زنی نظیر درصد جوانه­زنی و وزن تر گیاهچه می­شود و در مقابل قارچ­های اندوفیت منجر به بهبود جوانه­زنی گندم شدند. علاوه بر این،
Colla et al.  (2015) نشان دادند که اندوفیت­های قارچی حتی اگر با بذر در تماس قرار گیرند، بر رشد، جذب مواد مغذی، عملکرد و کیفیت دانه­های گندم تاثیر مثبت خواهند گذاشت. با توجه به اهمیت قارچ­های آندوفیت در پاسخ گیاه به خشکی، این پژوهش با هدف کاوش تاثیر قارچ­های اندوفیتA. chlamydospora ،F. equiseti  و C. spicifera بر جوانه­زنی بذور گندم نان تحت تنش خشکی انجام شد.

2. روش­شناسی پژوهش

2-1. مواد گیاهی

نمونه­های گیاهی Aegilops از سه گونه Aegilops tauschii (گلستان-کردکوی)، Ae. triuncialis  (قزوین)،
 Ae. cylindrical (قزوین) تهیه و بر مبنای کلید شناسایی (Van Slageren, 1994) هویت آنها تایید شد. نمونه­برداری گیاهی بدین شکل بود که بوته­های آژیلوپس از خاک بیرون آورده شدند و سپس در پاکت­های کاغذی قرار گرفتند تا توسط گیاه­شناس تایید هویت شوند و در ادامه ریشه آنها جداسازی و برای ادامه آزمایش نگهداری شدند.

2-2. قارچ‌های اندوفیت

قارچ­های اندوفیتA. chlamydospora ،F. equiseti  و C. spicifera به­ترتیب از گونه­های Ae. tauschii، Ae. triuncialis و
 Ae. cylindrical جداسازی شدند (شکل 1). برای جداسازی جدایه‌های قارچی، قطعات ریشه بر اساس دستورالعمل
 Salamon et al. (2023) نخست استریل و سپس روی محیط­های ^[1]PDA، ^[2]MEA و ^[3]CMA کشت شدند. در اغلب محیط­ها، دو تا پنج قارچ رشد کرد که در ادامه هر کدام از آنها به­طور جداگانه به یک محیط جدید انتقال یافت. این واکشت میسیلیوم­های قارچی تا جایی ادامه داشت که جدایه خالص (از نظر ریخت) در محیط PDA به­دست آید.

شکل 1. قارچ­های اندوفیتA. chlamydospora  (الف)،F. equiseti  (ب)، و C. spicifera (پ).

جهت شناسایی و تایید هویت قارچ­های اندوفیت، لوله­های حاوی یک گرم میسیلیوم قارچی خالص در ازت مایع به مدت دو دقیقه قرار گرفتند. استخراج محتوی DNA و واکنش PCR به­طور همزمان با استفاده از کیت
 REDExtract-N-Amp™ انجام شد. محتوی DNA با استفاده از محلول­های استخراج و رقیق­ساز تهیه شد. در ادامه از محلول رقیق حاصل برای اجرای واکنشPCR  استفاده شد. اجزای واکنش PCR عبارت بودند از: هشت میکرولیتر مسترمیکس، 8/0 میکرولیتر آغازگر  ITS4(5’-TCCTCCGCTTATTGATATGC-3’) (با غلظت 5/0 میکرومولار)، 8/0 میکرولیتر آغازگر ITS1F (5’-CTTGGTCATTTAGAGGAAGTAA-3’) ) (با غلظت 5/0 میکرومولار)، 4/6 میکرولیتر آب دیونیزه و چهار میکرولیتر ماتریکس (از محلول رقیق حاصل از استخراج DNA). چرخه حرارتی PCR به­صورت واسرشت­سازی در 94 درجه سلسیوس به مدت 30 ثانیه، اتصال در 56 درجه سلسیوس به مدت 45 ثانیه و گسترش در 72 درجه سلسیوس به مدت 60 ثانیه تنظیم شد. محصول PCR با استفاده از ژل آگارز 5/1 درصد به مدت 20 دقیقه در دستگاه الکتروفورز تفکیک شد. جهت شناسایی قارچ­ها، هشت میکرولیتر آب دیونیزه، یک میکرولیتر آغازگر ITS4 و یک میکرولیتر محصولPCR  باهم ترکیب شدند و در چاهک­های پلیت توالی­یابی ریخته شدند. سپس، نمونه­ها برای توالی­یابی سانگر به شرکت آلمانی Eurofins Genomics فرستاده شدند. توالی­ها با استفاده از ابزار BLAST-NCBI علیه پایگاه­های اطلاعاتی ITS قارچی همانندجویی شدند. نتایج حاصل از همانندجویی با مورفولوژی قارچی توسط کارشناس قارچ­شناسی منطبق شد تا از صحت شناسایی قارچ اطمینان حاصل شود.

2-3. تیمار بذور گندم با قارچ­های اندوفیت و ارزیابی جوانه­زنی تحت تنش خشکی

روش ضد عفونی بذور گندم عبارت بود از: تیمار بذور با اتانول 95 درصد به مدت 10 ثانیه و شستشو با آب مقطر به مدت 10 ثانیه. ضد عفونی از دو جهت حائز اهمیت است: اول، باعث حذف میکروارگانیسم‌های رقابت­کننده با قارچ­های اندوفیت می­شود و دوم، اجازه تغییر خصوصیات جوانه­زنی توسط میکروارگانیسم‌های غیر اندوفیت را نمی­دهد. عدم وجود میکروارگانیسم‌های غیر از اندوفیت مورد نظر بر مبنای مشاهدات چشمی قابل تایید است. قبل از جوانه­زنی، بذور گندم با قارچ­های اندوفیت و بر اساس روش
Abdellatif et al.  (2009) تیمار شدند. به­طور خلاصه، یک تکه از میسیلیوم قارچی (با ابعاد تقریبی 5/0*5/0 سانتی­متر) روی بذور رقم فرانسوی RENAN گندم تحت شرایط عادی رطوبتی و تنش خشکی قرار گرفت. بذرها تحت شرایط عادی و تنش برای یک هفته جوانه زدند. شرایط استاندارد جوانه­زنی عبارت بودند از: سه تکرار، پنج بذر به ازای هر تکرار، دمای جوانه­زنی 20 درجه سانتی­گراد و بستر جوانه­زنی کاغذ صافی واتمن. تنش خشکی به راحتی و با استفاده از PEG 6K (5/4 - بار) در محیط M
(Bécard & Fortin, 1988) اعمال شد. غلظت ترکیب PEG 6K بر اساس گزارشAbdi et al.  (2015) و با فرمول
 QS=(1018*10^-2)C-(1018*10^-4)C²+(2067*10^-4)CT+(8039*10^-7)C²T (که در آن QS معادل پتانسیل اسمزی، C معادل غلظت PEG، و T معادل دما به سانتی­گراد است) به گونه­ای تنظیم شد که با پتانسیل 5/4- بار، تنش خشکی متوسط بر بذر گندم وارد آورد.

2-4. سنجش خصوصیات جوانه­زنی بذور گندم

معیار بذور جوانه­زده، خروج ریشه­چه گندم به طول دو میلی­متر در نظر گرفته شد. شمارش روزانه بذور جوانه­زده گندم تـا زمانی ادامه یافت­که افزایشی در تعـداد بـذر جوانـه­زده طی دو شمارش متوالی مشاهده نشد. در روز پایانی آزمایش (روز هشتم)، صفات گیاهچه­ای همانند طول گیاهچه (SL)، ساقه­چه (HL) و ریشه­چه (RL) در بذور جوانه­زده تعیین شدند. جهت برآورد وزن تر (SFW) و خشک (SDW) گیاهچه، نخست ریشه­چه­ها و ساقه­چه­های هر تیمار و تکرار از بذور جدا و وزن شدند. ریشه­چه­ها و ساقه­چه­ها به­طور جداگانه به­مدت دو شبانه­روز در دمای 70 درجه سلسیوس در آون قرار گرفتند تا وزن خشک آنها توسط ترازو دیجیتال تعیین شود. از مجموع وزن خشک ساقه­چه و ریشه­چه، وزن خشک گیاهچه به­دست آمد. بر مبنای اطلاعات حاصل از شمارش بذور جوانه­زده در هر روز تا پایان روز هشتم، خصوصیات دیگر مرتبط با جوانه­زنی نظیر شاخص جوانه­زنی (GI)، سرعت جوانه­زنی (GR)، انرژی جوانه­زنی (GE)، درصد جوانه­زنی (GP)، و بنیه بذر (SI) برآورد شدند (جدول 1).

جدول 1. روابط محاسبه شاخص­های جوانه­زنی.

حروف n، N و t به­ترتیب عبارتند از: تعداد بذر جوانه­زده، تعداد کل بذور و زمان (روز).

2-5. تجزیه و تحلیل آماری

مقایسه خصوصیات جوانه­زنی تحت شرایط عادی، تیمار قارچ و تنش خشکی با استفاده از تجزیه واریانس فاکتوریل مبتنی بر طرح کاملا تصادفی با سه تکرار و مقایسه میانگین LSD در نرم­افزار R انجام شد. قبل از انجام آنالیزها، داده­های مربوط به جوانه­زنی تحت تبدیل سینوس معکوس قرار گرفتند تا توزیع عادی از آنها به­دست آید. سطح معنی­داری مقایسه میانگین­ها با LSD نیز یک و پنج درصد در نظر گرفته شد (جدول 2).

3. یافته­های پژوهش و بحث

نتایج حاصل از تجزیه واریانس (جدول 2) نشان داد که شرایط رطوبتی، قارچ‌های اندوفیت و اثر متقابل آنها تاثیر
معنی­داری در سطوح یک و پنج در صد بر خصوصیات مختلف جوانه­زنی و رشد گیاهچه داشته است.

جدول 2. تجزیه واریانس خصوصیات جوانه­زنی بذر گندم نان تحت تاثیر قارچ اندوفیت و شرایط رطوبتی مختلف.

* و ** به­ترتیب معنی­داری در سطح احتمال پنج و یک درصد. اختصارات در قسمت "سنجش خصوصیات جوانه­زنی" می­باشد.

3-1. طول ریشه­چه، ساقه­چه و گیاهچه

تنش خشکی القاشده با PEG سبب کاهش معنی­دار طول ریشه­چه، ساقه­چه و گیاهچه گندم شد. تحت شرایط عادی، قارچ
A. chlamydospora سبب افزایش 49، 68 و 57 درصدی طول ریشه­چه، ساقه­چه و گیاهچه گندم نسبت به شاهد شد. در مقابل، قارچF. equiseti  باعث کاهش حدود 40 درصدی صفات مذکور نسبت به شاهد شد. برخلاف تاثیرگذاری معنی­دار دو قارچ فوق، قارچ C. spicifera تاثیر معنی­داری بر طول ریشه­چه و ساقه­چه نداشت (شکل 2-الف). تحت شرایط خشکی، رفتار قارچ
 C. spicifera همانند شرایط عادی رطوبتی بود که نشان­دهنده عدم توانایی این اندوفیت در کمک به میزبان خود تحت شرایط کمبود آب است. قارچF. equiseti  تنها توانست خاصیت مهارکنندگی خود را روی ریشه اعمال کند و طول آن را حدود 60 درصد نسبت به شاهد تنش کاهش دهد. جالب اینکه قارچ A. chlamydospora همچنان توانست به رشد گیاهچه کمک کند و طول ریشه­چه، ساقه­چه و گیاهچه را به­ترتیب 65، 120 و 95 درصد نسبت به شاهد تنش افزایش دهد (شکل 2-الف).

3-2. وزن گیاهچه

پاسخ گندم از نظر وزن تر و خشک گیاهچه از رفتار صفت طول تبعیت کرد که از لحاظ ارتباط مابین طول و وزن منطقی است. به­عبارتی، با افزایش طول گیاهچه طبیعتا وزن آن نیز افزایش می­یابد. تحت شرایط عادی رطوبتی، قارچ
 A. chlamydospora به­ترتیب باعث افزایش حدود 30 و 25 درصدی وزن تر و خشک گیاهچه گندم نسبت به شاهد شد. در مقابل، قارچF. equiseti  باعث کاهش حدود 50 درصدی صفات مورد نظر شد. با این حال، قارچ C. spicifera تاثیری بر وزن گیاهچه نداشت (شکل 2-ب). تحت شرایط تنش خشکی، تیمار بذرها با قارچ C. spicifera اثر معنی­داری بر وزن گیاهچه نداشت. تاثیر منفی قارچF. equiseti  بر وزن خشک بیشتر از وزن تر بود که شاید به­خاطر ایجاد اختلال در تولید ماده خشک گیاهچه است. با این حال، قارچ A. chlamydospora توانست هر دو صفت وزن خشک و تر گیاهچه را افزایش دهد که این امر گویای توانایی این قارچ در افزایش جذب آب و کمک به تولید زیست­توده است (شکل 2-ب).

3-3. شاخص جوانه­زنی

شاخص جوانه­زنی، بر مبنای شمارش بذرهای جوانه­زده از روز اول تا هفتم است. این شاخص، به­طور همزمان، درصد و سرعت جوانه­زنی را در برمی­گیرد. خشکی منجر به یک افت معنی­دار در شاخص جوانه­زنی گندم نسبت به تیمار شاهد شد. تحت شرایط عادی، هر دو قارچ A. chlamydospora و C. spicifera سبب افزایش شاخص جوانه­زنی شدند؛ هر چند تاثیر قارچ A. chlamydospora بیشتر و معنی­دار بود. قارچ F. equiseti همچنان بخاطر ماهیت پاتوژنی خود بر شاخص جوانه­زنی اثر منفی بر جای گذاشت. تحت خشکی، قارچ A. chlamydospora موجبات افزایش شاخص جوانه­زنی را تا 55 درصد نسبت به شاهد تنش فراهم کرد. در مقابل، شاخص جوانه­زنی تحت تاثیر منفی قارچ­های F. equiseti و C. spicifera قرار گرفت (شکل 2-پ).

3-4. سرعت جوانه­زنی

سرعت جوانه­زنی در واقع گویای تعداد بذور جوانه­زده در یک مدت زمان معین است. خشکی سبب کاهش سرعت جوانه­زنی شد که امری بدیهی است. در مقابل، دو قارچ A. chlamydospora و C. spicifera توانستند سرعت جوانه­زنی را تحت شرایط خشکی التیام بخشند و آن را به سطح شاهد برگردانند. در این میان، قارچ A. chlamydospora توانست سرعت جوانه­زنی را تا 40 درصد نسبت به شرایط تنش خشکی افزایش دهد. قارچ F. equiseti همچنان با اختلال در فرآیند جوانه­زنی سبب کاهش سرعت جوانه­زنی شد (شکل 2-ت).

3-5. انرژی جوانه­زنی

انرژی جوانه­زنی پارامتری است که در دل خود سرعت و بنیه بذر را دارد. خشکی سبب کاهش انرژی جوانه­زنی شد؛ این در حالی است که قارچ­های C. spicifera و A. chlamydospora به­ترتیب باعث افزایش 47 و 56 درصدی این شاخص نسبت به شاهد در شرایط کمبود آب شدند. در مقابل، قارچ F. equiseti تاثیری بر صفت انرژی جوانه­زنی در بذور متاثر از خشکی نداشت. تحت شرایط عادی رطوبتی، تنها قارچ C. spicifera توانست سبب افزایش انرژی جوانه­زنی شود (شکل 2-ث).

3-6. درصد جوانه­زنی

درصد جوانه­زنی یکی از شاخص­های مهم مطالعه رفتار بذور در مواجه با تیمارهای مختلف آزمایشی است. کاهش درصد جوانه­زنی بر اثر تنش خشکی القاشده با PEG مشهود و قابل انتظار بود. هر دو قارچ C. spicifera و A. chlamydospora تاثیر مثبت و معنی­داری بر درصد جوانه­زنی تحت شرایط کمبود آب داشتند و به­ترتیب درصد جوانه­زنی را تا 115 و 60 درصد نسبت به شاهد افزایش دادند. تحت شرایط عادی رطوبتی، قارچ A. chlamydospora تنها قارچی بود که اثر مثبت و معنی­داری بر درصد جوانه­زنی گذاشت (شکل 2-ج).

3-7. شاخص بنیه بذر

شاخص بنیه بذر آخرین شاخص جوانه­زنی است که پاسخ آن به تیمار قارچی تحت خشکی القاشده با PEG مطالعه شد. قارچ­های C. spicifera و A. chlamydospora دارای تاثیر مثبت اما قارچ F. equiseti دارای تاثیر منفی بر بنیه بذر در شرایط عادی رطوبتی بودند. تنش خشکی منجر به کاهش 27 درصدی در بنیه بذر نسبت به شاهد شد. قارچ F. equiseti با یک اثر منفی سبب کاهش بیشتر در شاخص مورد مطالعه شد. در مقابل دو قارچ C. spicifera و A. chlamydospora و به­ویژه قارچ A. chlamydospora تاثیر بهبوددهنده بیشتری بر بنیه بذر داشتند (شکل 2-ح).

3-8. بحث

توانایی جوانه­زنی بذور تحت شرایط خشکی برای تکثیر، رشد، بقاء و سازگاری گندم حائز اهمیت است. تحمل خشکی در مرحله جوانه­زنی متاثر از اثر متقابل تنش/گیاه/تیمار قارچ اندوفیت است (Vujanovic & Vujanovic, 2007). چنین پدیده­ای به متخصصان فناوری­زیستی این اجازه را می­دهد تا با کاربرد القاگرهای قارچی به تقویت جوانه­زنی بذور گندم تحت شرایط خشکی نائل شوند.

بر مبنای مشاهدات ما، تنش خشکی سبب کاهش خصوصیات مرتبط با جوانه­زنی شد. این کاهش می­تواند بدین دلیل باشد که خشکی سبب اختلال در فرایند آبنوشی بذر، عدم فعال­سازی آنزیم­های درگیر در جوانه­زنی و برهم­خوردن فرایندهای متابولیکی می­شود. چنین اختلالاتی به­نوبه­خود سبب عدم جوانه­زنی، جوانه­زنی پایین و یا عدم یکنواختی در فرآیند جوانه­زدن بذور می­شود (Vuković et al., 2022).

شکل 2. تاثیر قارچ­های A. chlamydospora (F1)، C. spicifera (F2) وF. equiseti  (F3) بر خصوصیات رشد گیاهچه مثل طول (الف) و وزن گیاهچه (ب)، صفات جوانه­زنی نظیر شاخص جوانه­زنی (پ)، سرعت جوانه­زنی (ت)، انرژی جوانه­زنی (ث)، درصد جوانه­زنی (ج)، و شاخص بنیه/ویگور (ح) بذر گندم تحت شرایط عادی و تنش خشکی القاشده با PEG.

تنش خشکی می­تواند از طریق مکانیسم‌های مختلف روی جوانه‌زنی بذر تأثیر منفی بگذارد که عبارتند از: 1) تنش اسمزی: خشکی منجر به کاهش پتانسیل آب خاک و دسترسی محدود بذرها به آب می­شود، 2) عدم تعادل هورمونی: تجمع آبسیزیک­اسید طی خشکی باعث ممانعت از جوانه­زنی بذرها از طریق مهار فعالیت­های آنزیمی درگیر در تجزیه ذخایر غذایی می­شود. همچنین، کاهش جیبرلین مانع از تجزیه ذخایر بذر مانند نشاسته می­شود که مسئول تامین انرژی جوانه­زنی مورد نیاز هستند
 (Saha et al., 2022)، 3) مهار متابولیک: تنش خشکی سبب کاهش فعالیت آنزیمی آمیلازها (تجزیه­گر نشاسته) و پروتئازها (تجزیه­گر پروتئین­ها) و متعاقبا دسترسی محدود به مواد مغذی مورد نیاز گیاهچه می­شود. همچنین، تنش منجر به اختلال در تنفس سلولی، کاهش تولیدATP  و مهار تقسیم سلولی می­شود (Anjum et al., 2017)، 4) تنش اکسیداتیو: خشکی اغلب منجر به افزایش گونه­های فعال اکسیژن، آسیب به ساختارهای سلولی و مهار روند جوانه­زنی می­شود، 5) بیان تغییریافته ژن­ها: طی تنش خشکی، بیان ژن‌هایی که جوانه‌زنی را تقویت می‌کنند ممکن است کاهش یابند، در­حالی­که ژن‌هایی که خواب بذر را القا می­کنند ممکن است تنظیم مجدد شوند و جوانه‌زنی را به تاخیر بیاندازند (Saha et al., 2022). به­طور خلاصه، تنش خشکی با محدودکردن جذب آب، تغییر تعادل هورمونی، مهار فعالیت‌های متابولیک، آسیب اکسیداتیو و تغییر بیان ژن، بر جوانه‌زنی بذر تأثیر می‌گذارد.

در این پژوهش، قارچ C. spicifera اغلب تاثیری بر صفات جوانه­زنی به همراه نداشت. تاکنون، گزارشی در خصوص تاثیر این قارچ بر جوانه­زنی بذور گیاهان منتشر نشده است. تنها یک گزارش از خسارات C. spicifera بر گیاه بالغ گندم و جو وجود دارد که در آن به ایجاد پوسیدگی ریشه ناشی از C. spicifera پرداخته شده است (Qostal et al., 2019). عدم وجود گزارش­های علمی درباره تاثیر این قارچ بر گیاهان گویای دانش اندک ما از درک میان­کنش C. spicifera با گیاهان میزبان خود است. اگر در نظر بگیریم که شاید روزی C. spicifera تبدیل به پاتوژن مهمی در پوسیدگی ریشه گندم شود، لزوم مطالعه این قارچ بیشتر احساس می­شود.

در این مطالعه، قارچF. equiseti  به­واسطه ماهیت بیمارگری خود سبب کاهش خصوصیات جوانه­زنی به­ویژه تحت شرایط تنش القائی شد. این گونه قارچی نیز از چشمان محققان به دور مانده است؛ به­طوری­که تنها یک گزارش از تاثیر آن بر جوانه­زنی بذر وجود دارد. در این گزارش،et al.  Suthar (2014) مشاهده کردند کهF. equiseti  با تولید فیتوتوکسین­ها سبب کاهش درصد جوانه­زنی در زیره سبز می­شود. محققان اعتقاد دارند که F. equiseti چندین فیتوتوکسین مانند equisetin، اسیدفوزاریک و اسیدآلترناریک تولید می­کند که تولید آنها با خسارات سویه­های بیماری­زا مرتبط است (Suthar et al., 2014). فیتوتوکسین­های قارچی می­توانند از طریق مکانیزم­های مختلف تاثیر قابل توجهی بر جوانه­زنی بذر و رشد گیاهچه داشته باشند که عبارتند از: 1) ممانعت از جوانه­زنی: برخی از سموم قارچی در فرآیندهای سلولی مانند تنفس، سنتز پروتئین یا فعالیت­های آنزیمی ضروری برای جوانه­زنی تداخل ایجاد می­کنند، 2) تغییر رشد گیاهچه: سموم قارچی می­توانند بر رشد اولیه گیاهچه تأثیر بگذارند
 (Ismaiel & Papenbrock, 2015)، 3) برهم­خوردن تعادل هورمونی: برخی از سموم قارچی می‌توانند تعادل هورمونی جیبرلین و اسید­آبسیزیک را مختل کنند و از جوانه‌زنی جلوگیری کنند، 4) آسیب غشای سلولی: برخی از فیتوتوکسین­ها مستقیماً با افزایش نفوذپذیری به غشای سلولی آسیب می­زنند و منجر به مرگ سلولی جنین در حال رشد می­شوند
 (Macías-Rubalcava & Garrido-Santos, 2022)، 5) تنش اکسیداتیو: بسیاری از سموم قارچی با تولید سطوح بالای ROS می‌توانند به اجزای سلولی آسیب برساند و این­گونه جوانه‌زنی بذر را دشوار کنند، 6) اختلالات متابولیک: فیتوتوکسین­ها ممکن است در مسیرهای متابولیکی که برای شکستن ذخایر بذری مانند نشاسته ضروری است، تداخل ایجاد کنند. به­طور کلی، درجه سمیت فیتوتوکسین­های قارچی بر اساس گونه گیاهی، قارچی و غلظت متفاوت است (Ismaiel & Papenbrock, 2015).

در این تحقیق، قارچ A. chlamydospora اغلب منجر به بهبود معنی­داری در طول و وزن گیاهچه به­همراه شاخص­های مختلف جوانه­زنی تحت هر دو شرایط عادی رطوبتی و خشکی القاشده گردید. تاکنون، گزارشی در خصوص تاثیر
A. chlamydospora بر جوانه­زنی بذور گیاهان منتشر نشده است. دلایل مختلفی برای تاثیر مثبت قارچ­های اندوفیت بر خصوصیات جوانه­زنی ارائه شده است. افزایش پارامترهای جوانه­زنی تحت شرایط عادی رطوبتی و استفاده از تیمارهای قارچی می­تواند ناشی از نقش القاگرهای قارچی اندوفیتی در تغییر سطح هورمون­های IAA، جیبرلین و سیتوکنین­ها باشد؛ به­طوری­که افزایش جیبرلین و کاهشIAA  توسط اندوفیت قارچی Porostereum spadiceum در سویا گزارش شده است (Hamayun et al., 2017). هورمون اکسین (IAA) با هم­افزائی با ABA باعث تقویت خواب و مهار جوانه­زنی می­شود (Liu et al., 2013). جیبرلین­ها هم در فاز اولیه و هم در فاز ثانویه جوانه­زنی بخاطر مهار ABA حائز اهمیت هستند. به­واسطه تجزیه سریع ABA، نسبت جیبرلین به ABA در فاز اولیه تا سه برابر و در فاز ثانویه تا 10 برابر افزایش می­یابد (Vishal & Kumar, 2018). نقش سیتوکنین­ها در فرایند جوانه­زنی همچنان جای بحث دارد (Miransari & Smith, 2014). به نظر می­رسد که برآیند تغییرات هورمونی به گونه­ای است که قارچ
 A. chlamydospora سبب افزایش طول و وزن گیاهچه و شاخص­های جوانه­زنی تحت هر دو شرایط عادی رطوبتی و خشکی می­شود. با توجه به جمع­بندی منابع، قارچ­های اندوفیت از راهکارهای مختلفی برای اعطای تحمل تنش به گیاه استفاده می­کنند که عبارتنداز: القای بیان ژن­های مرتبط با تنش، تحریک هورمون­های دخیل در مقابله با تنش، فعال­سازی سامانه آنتی­اکسیدانت گیاه، تقویت بیوسنتز پرولین، کربوهیدرات­های غیر ساختاری و ترکیبات فعال اسمزی (White & Torres, 2010). نکته جالب درباره این قارچ، توارث­پذیری آن و انتقال از طریق بذر از والدین به نتاج است (Perello & Larran, 2013). این ویژگی به­نژادگران را قادر می­سازد تا از طریق رویکرد بهنژادی مبتنی بر مایکوبیوم و پرایمینگ بذر اقدام به بهره­برداری از این اندوفیت در اقلیم­های نیمه­گرمسیری و نیمه­خشک کنند تا جوانه­زنی بذرهای گندم تحت تنش خشکی را بهبود دهند.

قارچ‌های اندوفیت می‌توانند از طریق مکانیسم‌های مختلف بر جوانه‌زنی بذر و رشد گیاهچه تحت تنش خشکی تأثیر مثبت بگذارند که عبارتند از: 1) افزایش جذب و حفظ آب: برخی از اندوفیت­ها اگزوپلی­ساکاریدها یا سایر ترکیبات آبدوست تولید می­کنند که باعث افزایش جذب آب توسط ریشه­چه می­شود، 2) تنظیم اسمزی: قارچ­های اندوفیت باعث تجمع مواد محافظت­کننده اسمزی مانند پرولین در گیاهچه میزبان می­شوند که وظیفه حفظ تعادل آب سلولی و محافظت از ساختارهای سلولی را بر عهده دارند (Byregowda et al., 2022)، 3) افزایش دسترسی به مواد مغذی: قارچ­های اندوفیت جذب مواد مغذی از محیط کشت را بهبود می­بخشند که در نهایت سبب جوانه‌زنی سریع‌تر و قوی‌تر می­شود، 4) تنظیم هورمون گیاهی: برقراری تعادل ABA (مهارکننده جوانه­زنی) و جیبرلین (تقویت­کننده جوانه­زنی) نقش مهمی در جوانه­زنی بذر و پاسخ به تنش خشکی دارد. همچنین، برخی از قارچ­های اندوفیت اکسین تولید می­کنند که باعث تقویت رشد ریشه­چه و استقرار گیاهچه در شرایط خشکی می­شود
(Salvi et al., 2022)، 5) القای بیان ژن­های پاسخگو به خشکی: قارچ­های اندوفیت می­توانند بیان ژن­های مرتبط با تحمل به خشکی، مانند ژن­های درگیر در تنظیم اسمزی، پاسخ آنتی­اکسیدانی و مسیرهای سیگنال­دهی تنش، را القا کنند و از طریق رشد گیاهچه را تقویت کنند. تنظیم متابولیسم: قارچ­های اندوفیت می­توانند فرآیندهای متابولیک را تعدیل کنند و به حفظ منابع و انرژی لازم برای جوانه­زنی و رشد گیاهچه تحت تنش خشکی کمک کنند (Hanaka et al., 2021). با استفاده از این مکانیسم‌ها، قارچ‌های اندوفیت نقش حیاتی در افزایش انعطاف‌پذیری گیاه در طول جوانه‌زنی بذر و رشد گیاهچه در محیط‌های تحت تنش خشکی ایفا می‌کنند و باعث استقرار و بقا بهتر می‌شوند.

4. نتیجه­گیری

در این پژوهش، بهبود خصوصیات جوانه­زنی گندم تیمارشده با قارچ اندوفیت A. chlamydospora تحت شرایط عادی و تنش رطوبتی در واقع انعکاسی از پدیده مایکوویتالیسم[4] است که توسطVujanovic & Vujanovic  (2007) مطرح شد. در این پدیده، قارچ­های اندوفیت با بهره­گیری از سازوکارهای مختلف بر جوانه­زنی بذور تاثیر مثبت و معنی­داری به همراه دارند. بدین­ترتیب به نظر می­رسد قارچ اندوفیت A. chlamydospora گزینه جالبی برای مقابله با خسارت تنش خشکی بر جوانه­زنی بذرهای گندم در جریان تغییر اقلیم باشد.

5. منابع

Abdellatif, L., Bouzid, S., Kaminskyj, S., & Vujanovic, V. (2009). Endophytic hyphal compartmentalization is required for successful symbiotic Ascomycota association with root cells. Mycological Research, 113(6-7), 782-791.

Abdi, H., Bihamta, M.R., Aziz, O.E., & Chogan, R. (2015). Investigation effect of drought stress level of PEG 6000 on seed germination principle and its relation with drought tolerance index in promising Lines and cultivars of bread wheat (Triticum. aestivum L.). Iranian Journal of Field Crops Research, 12(4), 582-596.

Agrawal, R. (2003). Seed Technology. Pub. Co. PVT. LTD. New Delhi. India.

Anjum, S.A., Ashraf, U., Zohaib, A., Tanveer, M., Naeem, M., Ali, I., & Nazir, U. (2017). Growth and development responses of crop plants under drought stress: A review.

Bécard, G., & Fortin, J.A. (1988). Early events of vesicular–arbuscular mycorrhiza formation on Ri T‐DNA transformed roots. New Phytologist, 108(2), 211-218.

Benlioğlu, B., Demirel, F., Türkoğlu, A., Haliloğlu, K., Özaktan, H., Kujawa, S., & Niedbała, G. (2024). Insights into drought tolerance of tetraploid wheat genotypes in the germination stage using machine learning algorithms. Agriculture, 14(2), 206.

Byregowda, R., Prasad, S.R., Oelmüller, R., Nataraja, K.N., & Prasanna Kumar, M.K. (2022). Is endophytic colonization of host plants a method of alleviating drought stress? Conceptualizing the hidden world of endophytes. International Journal of Molecular Sciences, 23(16), 9194.

Cardarelli, M., Woo, S.L., Rouphael, Y., & Colla, G. (2022). Seed treatments with microorganisms can have a biostimulant effect by influencing germination and seedling growth of crops. Plants, 11(3), 259.

Colla, G., Rouphael, Y., Bonini, P., & Cardarelli, M. (2015). Coating seeds with endophytic fungi enhances growth, nutrient uptake, yield and grain quality of winter wheat. International Journal of Plant Production, 9(2), 171-190.

Hamayun, M., Hussain, A., Khan, S.A., Kim, H.Y., Khan, A.L., Waqas, M., Irshad, M., Iqbal, A., Rehman, G., Jan, S., & Lee, I.J. (2017). Gibberellins producing endophytic fungus Porostereum spadiceum AGH786 rescues growth of salt affected soybean. Frontiers in Microbiology, 8(e), 686.

Hanaka, A., Ozimek, E., Reszczyńska, E., Jaroszuk-Ściseł, J., & Stolarz, M. (2021). Plant tolerance to drought stress in the presence of supporting bacteria and fungi: An efficient strategy in horticulture. Horticulturae, 7(10), 390.

Hubbard, M., Germida, J., & Vujanovic, V. (2012). Fungal endophytes improve wheat seed germination under heat and drought stress. Botany, 90(2), 137-149.

Ismaiel, A.A., & Papenbrock, J. (2015). Mycotoxins: Producing fungi and mechanisms of phytotoxicity. Agriculture, 5(3), 492-537.

Leroy, C., Maes, A.Q., Louisanna, E., & Séjalon-Delmas, N. (2019). How significant are endophytic fungi in bromeliad seeds and seedlings? Effects on germination, survival and performance of two epiphytic plant species. Fungal Ecology, 39(e), 296-306.

Li, H., Zhu, L., Fan, R., Li, Z., Liu, Y., Shaheen, A., & Song, C.P. (2024). A platform for whole-genome speed introgression from Aegilops tauschii to wheat for breeding future crops. Nature Protocols, 19(2), 281-312.

Liu, X., Zhang, H., Zhao, Y., Feng, Z., Li, Q., Yang, H.Q., Luan, S., Li, J., & He, Z.H. (2013). Auxin controls seed dormancy through stimulation of abscisic acid signaling by inducing ARF-mediated ABI3 activation in Arabidopsis. Proceedings of the National Academy of Sciences, 110(38), 15485-15490.

Macías-Rubalcava, M.L., & Garrido-Santos, M.Y. (2022). Phytotoxic compounds from endophytic fungi. Applied Microbiology and Biotechnology, 106(3), 931-950.

Marthandan, V., Geetha, R., Kumutha, K., Renganathan, V.G., Karthikeyan, A., & Ramalingam, J. (2020). Seed priming: A feasible strategy to enhance drought tolerance in crop plants. International Journal of Molecular Sciences, 21(21), 8258.

Miransari, M., & Smith, D.L. (2014). Plant hormones and seed germination. Environmental and Experimental Botany, 9(e), 110-121.

Perello, A.E., & Larran, S. (2013). Nature and effect of Alternaria spp. complex from wheat grain on germination and disease transmission. Pakistan Journal of Botany, 45(5), 1817-1824.

Pour-Aboughadareh, A., Kianersi, F., Poczai, P., & Moradkhani, H. (2021). Potential of wild relatives of wheat: Ideal genetic resources for future breeding programs. Agronomy, 11(8), 1656.

Qostal, S., Kribel, S., Chliyeh, M., Selmaoui, K., Touhami, A.O., Serghat, S., Zaarati, H., Benkirane, R., & Douira, A. (2019). Curvularia spicifera, a parasite of the fungal complex of root rot of wheat and barley in Morocco. Plant Cell Biotechnology and Molecular Biology, 20(9-10), 354-365.

Salamon, S., Mikołajczak, K., & Błaszczyk, L. (2023). Constellation of the endophytic mycobiome in spring and winter wheat cultivars grown under various conditions. Scientific Reports, 13(1), 6089.

Salvi, P., Mahawar, H., Agarrwal, R., Kajal, Gautam, V., & Deshmukh, R. (2022). Advancement in the molecular perspective of plant-endophytic interaction to mitigate drought stress in plants. Frontiers in Microbiology, 13, 981355.

Saha, D., Choyal, P., Mishra, U.N., Dey, P., Bose, B., Prathibha, M.D., & Singhal, R.K. (2022). Drought stress responses and inducing tolerance by seed priming approach in plants. Plant Stress, 4, 100066.

Shikur Gebremariam, E., Sharma-Poudyal, D., Paulitz, T.C., Erginbas-Orakci, G., Karakaya, A., & Dababat, A.A. (2018). Identity and pathogenicity of Fusarium species associated with crown rot on wheat (Triticum spp.) in Turkey. European Journal of Plant Pathology, 150(e), 387-399.

Suthar, R., Bhatt, D.P., & Bhatt, P.N., (2014). Effect of culture filtrate of Fusarium equiseti on seed germination and seedling growth of cumin (Cuminum cyminum). Indian Phytopathology, 67(2), 193-194.

Trentin, A.B., Cardoso, J.M.K., de Castilhos Ghisi, N., da Costa Rachid, C.T.C., & de Assis Leite, D.C. (2024). Rooting for growth: Meta-analyzing the role of endophytic fungi in plant growth. Scientia Horticulturae, 333, 113276.

Van Slageren, M.W. (1994). Wild wheats: A monograph of Aegilops L. and Amblyopyrum (Jaub. & Spach) Eig (Poaceae) (pp. 1-512). Wageningen: Agricultural University.

Vishal, B., & Kumar, P.P. (2018). Regulation of seed germination and abiotic stresses by gibberellins and abscisic acid. Frontiers in Plant Science, 9, 368905.

Vujanovic, V., & Vujanovic, J. (2007). Mycovitality and mycoheterotrophy: Where lies dormancy in terrestrial orchid and plants with minute seeds? Symbiosis, 44(1–3), 93–99.

Vuković, R., Čamagajevac, I.Š., Vuković, A., Šunić, K., Begović, L., Mlinarić, S., Sekulić, R., Sabo, N., & Španić, V. (2022). Physiological, biochemical and molecular response of different winter wheat varieties under drought stress at germination and seedling growth stage. Antioxidants, 11(4), 693.

White, J.F., Jr, & Torres, M.S. (2010). Is plant endophyte-mediated defensive mutualism the result of oxidative stress protection? Physiologia Plantarum, 138(4), 440–446.

[1]. Potato Dextrose Agar

[2]. Malt Extract Agar

[3]. Corn Meal Agar

1. 1. Mycovitalism