Evaluation of some physiological and biochemical traits of wild species and wheat possessing the D genome under water deficit stress.

مقدمه

تغییرات آب و هوا یکی از نگرانی‌های اصلی کشاورزی معاصر است. از اثرات مهم تغییرات آب و وهوا، افزایش دما و تغییر در بارندگی است که سبب خشکسالی سرتاسر در جهان شده است (Ahmed et al., 2012a, 2012b; Hui-Mean et al., 2018). پژوهش‌های انجام شده در سال‌های اخیر نشان‌ داده است که تغییرات آب و هوا بر تولیدات محصولات زراعی تأثیرات منفی گذاشته و بر اساس پیش‌بینی صورت گرفته، میزان این تأثیرات در سال‌های آتی بیشتر خواهد شد (Ramirez-Cabral et al., 2017; Asseng et al., 2019; Khan et al., 2020; Pravalie et al., 2020). حدود 70 درصد غذای اصلی مردم دنیا که در زمین‌های دیم و کم آب تولید می‌شود، به دلیل تغییرات در بارندگی در معرض تهدید قرار گرفته است (Sharma et al., 2010; Van-Ogtrop et al., 2014). تنش کم‌آبی در گیاهان سبب کاهش محتوای کلروفیل، مهار فتوسنتز، از دست دادن نفوذپذیری غشا سلولی و.. می­شود که در نهایت کاهش عملکرد نهایی  را در پی دارد (Batool et al., 2013; Ma et al., 2017; Ahmed et al., 2019a, 2019b, 2019c).

یکی از دلایلی که تنش‌های محیطی مثل خشکی، رشد و توانایی فتوسنتزی گیاه را کاهش می‌دهند، اختلال در تعادل میان تولید رادیکال‌های آزاد اکسیژن و مکانیسم‌های برطرف‌کننده  آن‌هاست که سبب تجمع گونه‌های فعال اکسیژن (ROS)، القای تنش اکسیداتیو، خسارت به پروتئین‌ها، لیپیدهای غشاء و سایر اجزای سلولی منجر  می‌شود. گیاهان برای مقابله با این رادیکال‌های فعال از مکانیسم‌های آنتی‌اکسیدان آنزیمی و غیر آنزیمی استفاده می‌کنند که این مکانیسم باعث غیرفعال شدنROS  و در نهایت سبب کاهش خسارت‌های ناشی از  آن‌ها می‌شود. سیستم دفاعی آنتی‌اکسیدانی آنزیمی شامل سوپراکسیددیسموتاز (SOD)، پراکسیداز (GPX)، کاتالاز (CAT)، آسکوربات پراکسیداز (APX) و... است (Naderi et al., 2014). افزایش فعالیت کاتالاز در گندم تحت تنش خشکی گزارش شده است و این افزایش خصوصاً در واریته­های مقاوم بالاتر بوده است (Simonovicova et al., 2010).

تنش خشکی از طریق جلوگیری از سنتز کلروفیل، تسریع تجزیه آن توسط آنزیم کلروفیلاز (Reddy & Vora, 1986) و فتواکسیداسیون کلروفیل توسط ROS­ها (Alonso et al., 2001) سبب کاهش محتوای کلروفیل می­شود. کاروتنوئیدها  به‌عنوان رنگیزه کمکی در کلروپلاست­ها عمل می‌کنند، اما توجه به نقش آنتی‌اکسیدانی  آن‌ها به‌ مراتب بالاتر از کمک به کلروپلاست  به‌عنوان رنگیزه کمکی است؛ به بیانی دیگر کاروتنوئیدها از رنگیزه‌های کلیدی و مهم سیستم آنتی‌اکسیدانی در گیاهان به‌شمار می‌روند، اما به تخریب اکسایشی بسیار حساس هستند  (Emadi et al., 2013; Abbasi et al., 2021).

گندم یکی از مهم‌ترین غلات در جهان است که در شرایط کم‌آبی بین 50 تا 90 درصد کاهش عملکرد در آن دیده می‌شود. با توجه تغییرات شدید آب و هوا و نیاز اصلی برای تغذیه جمعیت در حال افزایش، عملکرد این گیاه باید تا 40 درصد افزایش یابد تا امنیت غذایی جهانی را تأمین کند  (Awan et al., 2017). افزایش عملکرد در واحد سطح که  به‌عنوان مهم‌ترین راهکار برای نجات بشریت از فقر و گرسنگی است، عمدتاً متکی بر اصلاح و ایجاد ارقام پر محصول و با خصوصیات و پتانسیل‌های کمی و کیفی بالا می‌باشد. (Vojdani & Meybodi, 1993). در این راستا، شناسایی ژن‌های مفید در ذخایر توارثی گیاهی، یکی از اصول مهم و راهبردی در اصلاح نباتات است.

کشور ایران از نظر موقعیت جغرافیایی در منطقه بسیار مناسبی قرار دارد و یکی از مناطق مهم تنوع ژنتیکی گونه‌های وحشی و زراعی گندم است (Pour-Aboughadareh et al., 2019). گیاه آژیلوپس یکی از گونه‌های وحشی متعلق به خانواده گندمیان است که می‌تواند  به‌عنوان یک ژرم­پلاسم مناسب برای ژن‌های مقاومت به انواع تنش‌های زیستی و غیر زیستی، ژن‌های مرتبط با عملکرد و کیفیت، در اصلاح گندم به کار رود. در یک مطالعه صورت گرفته توسط Sohail et al. (2011) به‌منظور بررسی و مقایسه پاسخ به تنش خشکی گندم­های سنتتیک و مجموعه‌ای از جمعیت‌های وحشی A. Tauschii مشخص شد که برخی از توده‌های این گونه وحشی نسبت به ارقام سنتتیک گندم زراعی، تظاهر بهتری در پاسخ به تنش خشکی دارند و تحت شرایط تنش خشکی، میانگین صفات نمونه‌های وحشی نسبت به ارقام زراعی از کاهش کمتری برخوردار بود. در یک مطالعه، Econopouly et al. (2013) به‌منظور بررسی واکنش توده‌هایی از گونه A. cylindrica تحت شرایط تنش خشکی،30 توده جمع‌آوری شده از نواحی مختلف انگلستان را در دو شرایط عدم تنش و تنش خشکی مورد ارزیابی قراردادند. نتایج تحقیق آنان نشان داد که برخی از توده‌های این گونه، توانایی قابل‌توجهی در تحمل به تنش خشکی دارند.

Lonbani & Arzani  (2011) بیان کردند که شناسایی صفات فیزیولوژیکی مسئول تحمل به تنش کم‌آبی باید در برنامه اصلاحی مورد توجه قرار گیرند، زیرا عملکرد دانه و مقاومت به خشکی در مکان‌های ژنتیکی مستقل کنترل می‌شود. بنابراین، استفاده از ویژگی‌های فیزیولوژیکی  به‌عنوان یک انتخاب غیرمستقیم در افزایش روش‌های انتخاب بر اساس عملکرد مهم خواهند بود. این ویژگی‌های مورفو- فیزیولوژیکی باید قابلیت توارث و تا حد زیادی با تحمل به استرس همبستگی مثبت داشته باشند و به‌راحتی قابل ارزیابی باشند. از نظر خصوصیات مورفولوژیکی و فیزیولوژیکی مؤثر بر تحمل به خشکی در گیاه گندم می‌توان پارامترهای روزنه‌ها (اندازه، تعداد، دهانه)، برگ (شکل، طول، زاویه، عرض، پیری)، ریشه (طول، چگالی، وزن خشک)، راندمان استفاده از آب، محتوای نسبی آب، راندمان تبخیر و تعرق، سطح اسید آبسیزیک و... نام برد.

ژنوم D به دلیل داشتن ژن های متعدد و متنوع،  نقش به سزایی در ایجاد مقاومت به تنش ها و همچنین افزایش کیفیت نانوایی در طول تکامل گندم ایفا کرده است. در این بررسی، گندم نان  به‌عنوان گیاه اصلی و گونه A. tauschii  به‌عنوان گیاه حاوی ژنوم D انتخاب شدند.  تایید و ردیابی تاثیر فعالیت این ژنوم بر سایر  گونه‌های حاوی این ژنوم از دو گونه A. cylindrica و A. crasaa  به‌عنوان گیاهان حد واسط استفاده شد. این  گونه‌ها در صورت داشتن مقاومت می‌توانند منبع احتمالی ژن‌های کاندید برای تنش ها در برنامه های اصلاحی مورد استفاده قرار گیرند.

مواد و روش‌ها

این پژوهش در سال 1399 در گلخانه گروه زراعت و اصلاح نباتات پردیس کشاورزی و منابع طبیعی دانشگاه تهران انجام گرفت. بر اساس غربالگری‌های انجام شده تحت شرایط تنش کم­آبی،  از 198 اکسشن )تهیه شده از  بانک ژن غلات دانشگاه ایلام( مختلف گندم نان  T. aestivum ,AABBDD))  و  خویشاوندان وحشی گندم شامل آژیلوپس سیلندریکا  (A. cylindrica , DDCC)،  آژیلوپس تاوشیای A. tauschii sp. tauschii, , DD))، و آژیلوپس کراسا A. Crassa ,DDMM)) از هر گونه یک اکسشن متحمل انتخاب و به همراه یک رقم گندم مقاوم به خشکی (سیروان) و یک رقم گندم حساس به خشکی (دریا)  به‌عنوان شاهد کشت شدند (Pour-Aboughadareh et al., 2019).  بذرهای گیاهان انتخابی  به‌صورت آزمایش فاکتوریل و در قالب طرح بلوک­های کامل تصادفی با سه تکرار در گلخانه کشت شدند. شرایط رشدی گلخانه با دوره نوری 16:8(روشنایی: تاریکی) و شرایط دمایی 3±25 درجه سانتی‌گراد در حد مطلوب برای رشد گیاهچه­ها بهینه شد. پس از رشد و استقرار گیاهچه­ها، شرایط اعمال تنش کم‌آبی در مرحله سه برگی و بر اساس ظرفیت زراعی مزرعه (FC) و در دو سطح آبی، شرایط شاهد (FC=%90) و تنش کم‌آبی (FC=%25) تعیین شد. ظرفیت زراعی هر گلدان با بر اساس روش پیشنهاد شده توسطSouza et al.   (2000) تعیین و میزان آب داده شده به هر گلدان طی اعمال تنش بر اساس اختلاف وزن‌تر و خشک به‌دست آمده از خاک گلدان صورت گرفت. اعمال تنش‌ها تا مشاهده شدن اولین خسارت‌های فنوتیپی تنشی (14 روز)  ادامه داشت. بعد از اعمال تنش، نمونه‌های برگی برای اندازه‌گیری صفات بیوشیمیایی و فیزیولوژیکی در ازت مایع فریز شدند و سپس در یخچال با دمای 80-  درجه سانتی‌گراد تا زمان انجام آزمایش‌ها نگهداری شدند. همچنین نمونه‌گیری برای اندازه‌گیری صفات مورفولوژیکی و شاخص‌های رشدی یک روز قبل از نمونه‌برداری اصلی انجام گرفت.

صفات مورد ارزیابی

وزن‌تر و خشک کل اندام هوایی: وزن‌تر کلیه اندام‌های هوایی موجود در هر واحد آزمایشی با استفاده از ترازوی دقیق  به‌عنوان وزن‌تراندام هوایی (SFW) اندازه‌گیری شد و سپس اندام‌های هوایی در پاکت کاغذی به درون آون با شرایط دمایی 70 درجه سانتی‌گراد به مدت 72 ساعت منتقل شدند و وزن خشک  آن‌ها  به‌عنوان وزن خشک اندام هوایی(SDW)  در نظر گرفته شد.

محتوای نسبی آب برگ (RWC): وزن‌تر برگ‌هایی که به‌منظور سنجش محتوای نسبی آب  آن‌ها برداشت شده بودند، بلافاصله اندازه‌گیری شد و سپس نمونه‌های برگی به قطعات کوچک تقسیم و به مدت 24 ساعت درون آب مقطر و در شرایط تاریکی نگه‌داری شدند. پس‌ از این مدت نیز  به‌منظور  به‌دست آوردن وزن اشباع، مجدداً نمونه‌ها وزن شدند و سپس نمونه‌ها به مدت 72 ساعت درون پاکت‌های کاغذی و در آون با دمای 70 درجه سلسیوس کاملاً خشک شدند. در نهایت وزن خشک نمونه‌ها یادداشت شد و درصد محتوای نسبی آب برگ بر حسب درصد با استفاده از رابطه زیر  به‌دست آمد (Schonfeld et al., 1998).

سنجش محتوای رنگدانه­های فتوسنتزی

اندازه‌گیری میزان محتوای کلروفیل و کاروتنوئید بر مبنای روش Lichtenthaler (1987) انجام شد. بدین ترتیب که ابتدا 1/0 گرم نمونه برگی پودر شده، داخل فالکون 15 میلی‌لیتری ریخته شد و پس از ورتکس شدن با پنج میلی‌لیتر اتانول 96 درصد، نمونه‌ها به مدت یک شبانه‌روز در دمای اتاق در شرایط تاریک انکوبه شدند و در روز بعد، نمونه‌ها در پنج هزار دور در دقیقه سانتریفیوژ شدند. در نهایت 300 ماکرولیتر از مایع رویی برداشته شد و در طول موج­های 470، 649 و 665 نانومتر با دستگاه پلیت­ریدر قرائت شد و با استفاده از فرمول‌های زیر میزان محتوای کلروفیل a، کلروفیل b، کلروفیل کل و کاروتنوئید محاسبه شد.

Chl a =13.36A₆₆₄ – 5.19 A₆₄₉

Chl b = 27.43A₆₄₉ – 8.12 A₆₆₄

Chl T= Ch a + Ch b

CAR = (1000A₄₇₀ –2.13Cha – 97.63Chb) /209

استخراج عصاره آنزیمی

برای تهیه بافر استخراج، از روش (2012) Pagariya et al.  با کمی تغییر استفاده شد. برای استخراج عصاره آنزیمی، 1/0 گرم از نمونه پودر شده با بافر فسفات سرد با pH=7.6 ورتکس شد و سپس نمونه‌ها با دور 15 هزار دور در دقیقه به مدت 20 دقیقه در دمای چهار درجه سانتی‌گراد سانتریفیوژ قرار گرفتند. مایع رویی  به‌عنوان عصاره آنزیمی برای سنجش فعالیت آنزیم‌های کاتالاز (CAT)، پراکسیداز (GPX) و آسکوربات پراکسیداز (APX) مورد استفاده قرار گرفت.

سنجش فعالیت آنزیم‌ها

فعالیت APX با روشNakano & Asada  (1981) اندازه‌گیری شد. اسید آسکوربیک با همکاری H₂O₂ در حضور این آنزیم، سبب سنتز دهیدرواسکوربات می‌شود که  به‌عنوان فعالیت آنزیم APX در طول‌موج  290 نانومتر اندازه‌گیری  می‌شود. حجم کل واکنش 300 میکرو لیتر حاوی 50 میلی‌مولار بافر فسفات، 50 میلی‌گرم آسکوربات، 1/0 میلی‌مولار H₂O₂ و 20 میکرو لیتر عصاره آنزیم بود.

فعالیت آنزیم CAT بر اساس  Hadwan (2018) اندازه‌گیری شد. مبنای این روش، اکسیداسیون کبالت II به کبالت III است که در طول‌موج 440 نانومتر مورد ارزیابی قرار می‌گیرد. فعالیت آنزیم GPX در دمای 25 درجه سانتی­گراد به روش Chance &  Maehly (1955) با کمی تغییر اندازه­گیری شد. نوع و میزان مواد لازم برای سنجش آنزیم پراکسیداز شامل بافر فسفات، 100 میکرو لیتر محلول گایاکول 200 میلی­مولار و 10 میکرو لیتر عصاره آنزیمی بود. فعالیت آنزیم به مدت چهار دقیقه و در فواصل زمانی 20 ثانیه­ ثبت شد.

پس از اندازه‌گیری و محاسبه صفات، نتایج  به‌دست آمده با استفاده از روش تجزیه واریانس و بر اساس طرح آزمایش فاکتوریل و در قالب طرح بلوک کامل تصادفی مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفتند و مقایسه میانگین‌ها به روش دانکن در سطح احتمال یک درصد و به کمک نرم‌افزار SAS (9.4) انجام گرفت. همبستگی بین صفات به روش پیرسون با نرم‌افزار R و تجزیه‌ عاملی  با استفاده از نرم‌افزار Xlstat و نمودارها با نرم‌افزار Excel (2016) ترسیم شدند.

نتایج و بحث

شاخص‌های رشدی

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که اثرات اصلی تنش کم‌آبی، گونه­ها و اثر متقابل بین  آن‌ها بر زیست‌توده ‌تر، وزن خشک اندام هوایی و محتوی نسبی آب معنی‌داری بود.

جدول 1- تجزیه واریانس صفات بر اساس شاخص­های ­­رشدی و مورفولوژیکی در گندم و گونه‌های آژیلوپس

Table 1. Variance Analysis (ANOVA) of growth indices and morphological traits in Triticum and Aegilops species.

^ns، ^* و ^**  به‌ترتیب غیرمعنی‌دار و معنی‌دار در سطح احتمال پنج و یک درصد.

^ns, * and **: non-significant and significant at 5% and 1% of probability levels, respectively.

در اعمال هم‌زمان هر دو فاکتور، بیشترین وزن  زیست‌توده تر و خشک مربوط به رقم دریا و تحت شرایط نرمال و کمترین  آن‌ها مربوط به گونه A. tauschii  و تحت تنش کم آبی مشاهده شد. بیشترین تغییرات زیست‌توده ‌تر و خشک در شرایط تنش نسبت به گیاهان شاهد در رقم دریا  به‌ترتیب با 60 و 38 درصد کاهش و کمترین تغییرات این صفات در گونه A. cylindrica   به‌ترتیب با 26 و پنج درصد کاهش مشاهده شد.   به‌طورکلی تنش کم‌آبی سبب کاهش 51 درصدی در زیست‌توده ‌تر، 31 درصدی در زیست‌توده خشک و 22 درصدی در محتوای نسبی آب شد وبیشترین حساسیت زیست‌توده‌ ‌تر و خشک  اندام هوایی تحت شرایط کم‌آبی درگندم مشاهده شد (شکل 1).

شکل 1- تاثیر تنش کم آبی بر صفات اندازه‌گیری شده در گندم و گونه‌های آژیلوپس. a) وزن تر اندام هوایی، b) وزن خشک اندام هوایی و c) محتوای نسبی آب

Figure 1. Effect of water deficit stress in Triticum and Aegilops species. (a) Shoot dry weight (SDW); (b) Shoot fresh weight (SFW) and (c) Relative water content (RWC)

در شناسایی ژنوتیپ‌های متحمل در مرحله نهالی، زیست‌توده تر و خشک از مهم‌ترین صفاتی هستند که مورد بررسی قرار می‌گیرند. در این مطالعه، زیست‌توده‌های تازه و خشک ساقه به شدت در هر یک از گونه‌ها کاهش یافت؛ اگرچه سطح کاهش در تنش آبی بین گونه‌ها متفاوت بود. محتوای نسبی آب یکی دیگر از ویژگی‌های کلیدی فیزیولوژیکی است که  به‌عنوان شاخصی برای تعیین حساسیت گیاهان به کمبود آب و بافت از سلول استفاده می‌شود
(Pour- Aboughadareh et al., 2017). چندین مطالعه گزارش کرده‌اند که حداقل کاهش RWC در طی تنش کمبود آب نشانگر مقاومت به تنش است (Khalili et al., 2013).  به‌طورکلی نتایج نشان داد که درصد کاهش RWC در رقم دریا و در گونه A. Tasusii  نسبت به سایر  گونه‌ها بیشتر یود. یکی از حساس ترین فرایند­های فیزیولوژی گیاهان که به شدت تحت تاثیر تنش کم آبی قرار می‌گیرد، رشد گیاهان است. گسترش سلولی و رشد گیاه تنها زمانی اتفاق می­افتد که فشار تورژسانس بیشتر از آستانه تحمل دیوارهای سلولی باشد و با کاهش فشار تورژسانس در تنش کم­آبی، رشد  گیاهان متوقف می­شود (Karthikeyan et al., 2007).

صفات ریخت­شناسی

نتایج تجزیه واریانس برای پارامترهای طول، عرض و مساحت برگ نشان داد که  اختلاف بسیار معنی‌داری در این پارامترها برای گونه‌ها و تنش کم‌آبی  و اثر متقابل بین آن‌ها وجود داشت. اثر متقابل دوگانه نشان داد که  بیشترین طول برگ به گونه A. tauschii  تحت تنش کم­آبی و کمترین  آن‌ به گونه A.crassa  و تحت تنش کم­آبی تعلق داشت.   به‌طورکلی تنش کم‌آبی باعث کاهش 17 درصدی طول برگ در مقایسه با گیاهان شاهد شد. دامنه تغییرات طول برگ برای گیاهان شاهد بین 28-34 سانتی‌متر و برای گیاهان تحت تنش کم‌آبی بین 18-38 سانتی‌متر بود. تنش کم‌آبی در گونه A. tauschii سبب افزایش (12 درصد)، ولی در سایر گونه‌ها سبب کاهش این پارامتر شد. بیشترین تغییر طول برگ در تنش کم‌آبی در رقم دریا با 41 درصد کاهش و کمترین تغییرات در اکسشن گندم  بومی با شش درصد نسبت به گیاهان شاهد مشاهده شد (شکل 2).

شکل 2- تاثیر تنش کم آبی بر شاخص‌های رشدی در گندم و گونه‌های آژیلوپس. الف) طول، ب) عرض و ج) مساحت برگ

Figure 2. Effect of water deficit stress on growth indices of Triticum and Agilops species. (a) length, (b) width and (c) area of leave

اثر متقابل دوگانه نشان داد که  بیشترین عرض و سطح برگ به رقم دریا و تحت شرایط نرمال و کمترین  آن‌ها به گونه A. crassa  و تحت تنش کم­آبی تعلق داشت. تنش کم‌آبی  به‌ترتیب سبب کاهش 15 و 25 درصدی در عرض و مساحت برگ در مقایسه با گیاهان شاهد مشاهده شد. دامنه تغییرات برای عرض برگ در گیاهان شاهد بین 290- 875 میلی‌متر و برای گیاهان تحت کم‌آبی بین 264- 762 میلی‌متر بود. تنش کم‌آبی در رقم سیروان سبب افزایش عرض برگ (شش درصد)، ولی در سایر گونه‌ها سبب کاهش این پارامتر شد. بیشترین تغییر عرض و مساحت برگ مربوط به رقم دریا  به‌ترتیب با 25 و 59 درصد کاهش و کمترین آن مربوط به گونه سیلدرینکا با شش درصد کاهش و مساحت برگ مربوط به رقم سیروان با یک درصد کاهش نسبت به گیاهان شاهد بود.

تنش‌های خشکی که در طول مراحل مختلف گیاه اتفاق می‌افتد، بسیاری از خصوصیات مورفولوژیکی گیاهی را نسبت به شرایط نرمال تغییر می‎دهد و گاهی موجب کوچک شدن برگ‌ها می‌شود و عموماً گیاهان متحمل به خشکی  دارای برگ‌های کم طول و عرض هستند (Shahbazi et al., 2014). همچنین(2005) Blum  پیشنهاد کرد که کوچک شدن مساحت برگ ،موجب کاهش از دست دادن آب در گیاه می‌شود. به‌نظر می‌رسد که تنش در مراحل ابتدایی، باعث افزایش سطح برگ شود که گیاه بتواند مواد فتوسنتزی بیشتری تولید کند و سریع‌تر دوره بلوغ خود را به پایان رساند، اما با افزایش شدت تنش، گیاه سطح برگ خود را تعدیل می‌کند تا از اتلاف آب از طریق تعرق جلوگیری کند. هدر روی آب از سطح گیاه، عمدتاً به مساحت تعرق کننده گیاه وابسته است  (Bhutta et al.,  2006). کاهش مساحت برگ و طول و عرض برگ پرچم در شرایط تنش خشکی را نیز می‌توان در مطالعات Huyuan et al., (2007) مشاهده کرد که با نتایج آزمایش حاضر مطابقت دارد. مطالعه‌ای که در گیاه گندم و تریتیکاله توسطLonbani & Arzani,   (2011)  انجام شد مشخص شد که طول و مساحت برگ پرچم این گیاهان به دلیل تنش خشکی به‌طور قابل توجهی افزایش یافت tدرحالی‌که عرض برگ پرچم، تغییر معنی‌داری نکرد. همچنین  آن‌ها بیان کردند که طول و مساحت برگ پرچم تحت شرایط تنش آبی ژنوتیپ‌های گندم، دارای سطح برگ بالاتری نسبت به ژنوتیپ‌های تریتیکاله بودند و از نظر آماری  تفاوت معنی‌داری داشتند.

محتوای کلروفیل‌ها و کاروتنوئید

بین اثرات اصلی گونه‌ها و تنش کم‌آبی و اثر متقابل دوگانه بین آن‌ها بر محتوای کلروفیل a   در سطح یک درصد و محتوای کلروفیل  ,b، کل و کاروتنوئیدها در سطح پنج درصد  تفاوت معنی‌دار وجود دارد (جدول 2).

جدول 2- تجزیه واریانس صفات بیوشیمیایی و فیزیولوژی در گندم و گونه‌های آژیلوپس

Table 2. variance Analysis (ANOVA) OF physiological and biochemical traits in Triticum and Aegilops species.

^ns، ^* و ^**:  به‌ترتیب غیرمعنی‌دار و معنی‌دار در سطح احتمال پنج و یک درصد.

ns, * and **: non-significant and significant at 5% and 1% of probability levels, respectively.

اثر متقابل دوگانه نشان داد که  بیشترین محتوای کاروتنوید مربوط به گونهA .crassa   و تحت شرایط نرمال و کمترین  آن‌ها مربوط به رقم سیروان و تحت شرایط نرمال مشاهده شد. محتوای کاروتنوئید درگونه‌های مختلف، پاسخ‌های متفاوتی از خود نشان دادند، به‌طوری‌‌که در رقم سیروان و گندم بومی و گونه A. tauschii سبب افزایش و در رقم دریا و گونه‌های A. cylindrica  و A. crassa سبب کاهش آن شد. بیشترین افزایش مربوط به رقم مقاوم سیروان و کمترین کاهش مربوط به گونه A. cylindrica  بود.

شکل 3- تاثیر تنش کم­آبی در گندم و گونه‌های آژیلوپس. a) محتوای کلروفیل a، b) محتوای کلروفیل b، c) محتوای کلروفیل کل و d) محتوای کاروتنوئید

Figure 3. Effect of water deficit stress on Triticum and Aegilops species. (a) chlorophyll a, (b) bhlorophyll b, (c) total Chlorophyll and (d) carotenoid contents

میزان کلروفیل، یکی از فاکتورهای اصلی تأثیرگذار بر ظرفیت فتوسنتزی است. واکنش در بین گونه‌های مختلف گیاهی بسیار متفاوت است، به‌طوری‌‌که در شرایط تنش، میزان کلروفیل کاهش یا افزایش یافته و یا بدون تغییر باقی می‌ماند که این تغییر، به میزان و مدت تنش بستگی دارد. تحت شرایط استرس خشکی، نگهداری کلروفیل برای فتوسنتز امری ضروری است. میزان کلروفیل در شرایط تنش کاهش می‌یابد، ولی این کاهش در ژنوتیپ‌های متحمل گندم، کمتر از ژنوتیپ‌های حساس می‌باشد (Tas & TAs, 2007). محتوای کلروفیل برگ، نشان‌دهنده توانایی فتوسنتزی بافت‌های گیاه است(Nageswara et al., 2001). بر اساس آزمایشی که Fotovat et al. (2007) بر روی گیاه گندم انجام دادند، تحت تأثیر تنش خشکی شدید، میزان کلروفیل برگ‌ها به‌صورت معنی‌داری کاهش یافت. کمبود آب می‌تواند کلروفیل را تخریب و از ساخته شدن آن جلوگیری کند (Lessani & Mojtahedi, 2002). دلیل دیگر برای کاهش محتوای کلروفیل این است که تنش خشکی با تولید انواع اکسیژن واکنشی از قبیل O₂^-  و H₂O_2، منجر به پراکسیداسیون چربی و به دنبال آن تخریب کلروفیل شود (Foyer, 1994). با کاهش محتوای کلروفیل، رنگ سبز برگ به زرد تغییر می‌یابد و سبب افزایش بازتاب تشعشع تابشی می‌شود که به نظر می‌رسد این مکانیسمی برای محافظت از سیستم فتوسنتزی مقابل تنش باشد. کاهش جذب کربن در برخورد با کمبود آب، منجر به محدودیت سنتز روبیسکو ذخیره ATP می‌شود (Lawlor & Cornic, 2002).  بر اساس پژوهش‌هایی که توسطEmadi et al.   (2013)بر روی گندم انجام شد، مشخص شد که ژنوتیپ‌های مقاوم به خشکی، دارای میزان کاروتنوئید و کلروفیل بیشتری هستند که علت آن، فعالیت بیشتر آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان در مقایسه با ارقام حساس بیان نمودند.

فعالیت آنزیم‌های آنتی اکسیدانی

نتایج تجزیه واریانس داده‌ها نشان داد که فعالیت آنتی‌اکسیدانی‌ کاتالاز، آسکوربات پراکسیداز و پراکسیداز برای گونه‌های مختلف، سطوح مختلف آبی و اثر متقابل  آن‌ها معنی‌داری بودند (جدول یک ).

اثر متقابل دوگانه نشان داد که  بیشترین  فعالیت آنزیم­های CAT  و GPX   به‌ترتیب به گونه A .Crassa   و گونه A. tauschii   تحت تنش کم­آبی و کمترین آن‌ها به رقم سیروان و رقم دریا تحت شرایط نرمال تعلق داشت. بیشترین افزایش، در گونه‌های A. cylindrica  (81) درصد و A. crassa (76) درصد مشاهده شد. در بین گندم‌ها، کمترین کاهش فعالیت این آنزیم مربوط به رقم مقاوم سیروان با هشت درصد بود. فعالیت آنزیم‌های CAT و GPX تحت تنش کم‌آبی در تمامی گونه‌ها افزایش یافت، به‌طوری‌‌که بیشترین تغییر هر دو آنزیم در گونه A. tauschii با 49 درصد برای آنزیم GPX و 41 درصد برای آنزیم CAT افزایش ثبت شد.

اثر متقابل دوگانه نشان داد که  بیشترین  فعالیت آنزیمAPX   به‌ترتیب در رقم دریا  و تحت شرایط نرمال و کمترین  آن‌ها در گونه A. cylindrica و تحت شرایط نرمال مشاهده شد. تنش کم‌آبی سبب افزایش فعالیت آنزیم APX در گونه‌های A. tauschii، A. crassa و A. cylindrica  شد، اما کاهش فعالیت این آنزیم در گونه گندم (بومی، رقم سیروان و رقم دریا) را در پی داشت.

شکل4-  تاثیر تنش کم­آبی بر صفات آنتی‌اکسیدانی در گندم و گونه‌های آژیلوپس. a) فعالیت آنزیم CAT، b) فعالیت آنزیم GPX و c) فعالیت آنزیم APX

Figure 4. Effect of water deficit stress on antioxidant traits in Triticum and Aegilops species. (a) CAT, (b) GPX and (c) APX enzyme activities.

تحقیقات بسیاری از پژوهشگران نشان دهنده این است که ارتباط قوی بین تحمل به تنش اکسیداتیو که به دلیل تنش‌های محیطی ایجاد می‌شود و افزایش غلظت آنتی‌اکسیدان‌های گیاهی وجود دارد (Mudgal et al., 2010). آنزیم­های CAT و APX نقش مکمل در مقابله با H₂O₂ دارند، به‌طوری‌‌که کاهش آنزیم CAT موجب افزایش آنزیم APX می‌شود (Willekens et al.,1997). در پژوهشی که (2019) Derogar et al.  بر روی گیاه گندم تحت تنش خشکی انجام دادند نشان داده شد که فعالیت آنزیم  CAT با APX همبستگی منفی دارد که با نتایج این تحقیق برای گیاهان گونه گندم مطابقت دارد. آنزیم GPX نقش کلیدی در سم‌زدایی H₂O₂ و حــذف مالون‌دی‌آلدهید دارد و در نهایــت سبب حفــظ ثبــات و پایداری دیواره سلولی می­شود (Hojati et al., 2011). در مطالعات مختلفی افـزایش فعالیـت آنـزیم GPX در تـنش خشـکی آخـر فصـل در گیاهـان متفــاوتی هماننــد گنــدم (Shao et al., 2006) و ارقام کلزا (Abedi & Pakniyat, 2010) گـزارش شـده اسـت کـه بـا یافته‌های این مطالعــه همخوانی داشـت. سرعت فعالیـت آنـزیم GPX در ارقـام مقاوم نسبت به ارقام حساس افزایش بیشـتری داشـت (Siosemardeh et al., 2003). آنزیم APX، با استفاده از آسکوربات  به‌عنوان دهنده الکتـرون، باعـث تجزیـه بیشـتر پراکسـید هیدروژن می‌شود و افزایش در فعالیت این آنـزیم، باعـث تجزیه بیشتر و مؤثرتر پراکسید هیدروژن می‌شود که در نتیجه مقاومت بیشتر نسبت به تنش اکسیداتیو را در پی خواهـد داشت (Yoshimura et al., 2000; Ozkur et al., 2009). افزایش فعالیت آنزیم APX در شرایط تنش مانند آنزیم‌های SOD و POX بر اثر افزایش گونه‌های فعال اکسیژن است که با فعال کردن مسیرهای انتقال پیام، باعث افزایش بیان ژن‌های آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان و افزایش فعالیت این آنزیم‌ها می‌شوند (Bian & Jiang, 2009). فعالیــت بــالای آنــزیم APX در گونه‌های وحشی گندم حاکی از آن اسـت کـه حـذف H₂O₂ در ایـن ژنوتیپ‌ها به‌صورت موثق‌تری انجـام پذیرفتـه اسـت. خویشاوندان وحشی گیاهان زراعی، پتانسیل بالایی ازلحاظ تحمل به تنش زیستی و غیر زیستی دارا هستند (Nevo & Chen., 2010)، بنابراین به نظر می‌رسد که افزایش فعالیت آنزیم CAT وGPX در تمامی گونه‌های مورد پژوهش، نمایانگر توانائی این گونه‌ها جهت تحمل به شرایط تنش خشکی است. در این مطالعه، کاهش فعالیت آنزیم APX با افزایش فعالیت CAT در گونه گندم همراه بود. نکته‌ای که در تمام بررسی‌ها و تحقیقات  به‌دست آمده است این است که تمام آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان در طی روند اعمال تنش خشکی افزایش پیدا نمی‌کنند، بلکه بسته به نوع و غلظت تنش، گونه گیاهی، مرحله رشد و نمو گیاهی دسته خاصی از آنتی‌اکسید آن‌ها افزایش می‌یابد (Costa et al., 2005). اثرات متفاوت تنش بر فعالیت آنزیم APX در این تحقیق می‌تواند به این علت باشد که ارقام مختلف از مسیرهای آنتی‌اکسیدانی متفاوتی برای کاهش مقدار ROS استفاده کنند.

تجزیه‌ چندعاملی

مقاومت­های متفاوت در مقابل خشکی ناشی از تنوع ژنتیکی گیاهان می‌باشد و انتخاب بر اساس یک عامل، معیار مناسبی در ارزیابی مقاومت نخواهد بود؛ بنابراین لازم است در انتخاب ارقام مقاوم به مجموعه‌ای از شاخص‌های مقاومت به خشکی که موجب تغییراتی در فیزیولوژی، آناتومی و مورفولوژی ارقام  می‌شود، توجه شود. نتایج حاصل از تجزیه عاملی گیاهان مورد مطالعه نشان داد که دو مؤلفه نخست،  57/66 درصد کل تغییرات را توجیه کردند. مؤلفه نخست (F1) با توجیه 61/47 درصد از تغییرات کل، همبستگی مثبت و معنی‌داری با صفت سطح برگ داشت و مؤلفه دوم(F2)  با توجیه 96/18درصد از تغییرات، رابطه مثبت و معنی‌داری با صفت محتوای کاروتنوئید مؤلفه اول شاخص‌های رشدی داشت. با توجه به نتایج  به‌دست آمده از این تجزیه، انتخاب اکسشن‌های متحمل به تنش به کم‌آبی، بر اساس مقادیر بالای دو مؤلفه نخست صورت گرفت؛ بنابراین همان‌گونه که در شکل ملاحظه می‌شود، گونه A. cylindrica   به‌عنوان متحمل‌ترین و گونه A. tauschii و گندم بومی به‌عنوان نیمه متحمل‌ها و رقم دریا به‌عنوان حساس‌ترین ارقام معرفی شدند؛ از این‌رو می‌توان نتیجه گرفت که اثر متقابل مثبتی بین این ساختارهای ژنومی در پاسخ به تنش کم‌آبی وجود دارد. بنابراین اهمیت به کارگیری از این گونه‌های خویشاوندی در برنامه‌های اصلاحی آینده  به‌منظور بهبود تحمل به خشکی گندم زراعی توصیه می‌شود.

همبستگی

رابطه بین صفات با استفاده از تجزیه همبستگی نیز مورد بررسی قرار گرفت (جدول 3، 4). همان‌طورکه مشاهده می‌شود، همبستگی‌های مثبت و منفی زیادی میان صفات مختلف وجود دارد. در شرایط نرمال، زیست‌توده تر و خشک که در مرحله نهالی مهم‌ترین صفت برای گیاه است، دارای همبستگی مثبت با آنزیم APX، طول، عرض و مساحت برگ بود. طول، عرض و مساحت برگ در شرایط تنش کم‌آبی با محتوای نسبی آب همبستگی منفی داشت که نشان دهنده این است که افزایش این پارامترها، باعث کاهش محتوای نسبی آب می‌شود. Blum  (2005)پیشنهاد کرد که در شرایط تنش، یک برگ کوچک‌تر به دلیل جلوگیری از هدرروی آب می‌توانند سبب افزایش تحمل به کم‌آبی شود. همچنـین همبسـتگی مثبت بـین فعالیـت آنزیم‌های CAT و APX در شرایط تنش کم‌آبی و نرمال مشاهده شد. احتمالاً این دو آنزیم نقش عمده‌ای در تجزیه ROS تولیدی این گیاهان دارند. سـطح فعالیـت آنـزیم آسکوربات پراکسیداز بالاتر از آنزیم کاتالاز بود؛ بدین معنی کـه قسـمت عمـده فعالیت‌های آنتی‌اکسیدانی توسط این آنزیم انجام گرفته است.

شکل 5- نمودار بای­پلات حاصل از تجزیه چند عاملی برای گونه‌های مورد ارزیابی بر اساس صفات اندازه‌گیری شده تحت تنش کم­آبی

Figure 5. The Biplot of MFA of species based on the measured traits under water deficit stress

جدول 3- ضرایب همبستگی صفات در گونه‌های مورد مطالعه. a) تحت تنش کم آبی و b) تحت شرایط نرمال

. Table 3. Correlation coefficients of traits in the studied species. a) under water deficit conditions and b) under normal conditions

نتیجه‌گیری کلی

طبق نتایج حاصل از این پژوهش، شاخص‌های رشدی در شرایط تنش کم‌آبی در تمامی گونه‌ها مورد مطالعه کاهش یافت.  به‌طورکلی، گونه‌های وحشی نسبت به گندم کمترین تغییرات کاهش را در زیست­توده‌ تر و خشک را خود نشان دادند. فعالیـت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان GPX و CAT در اثـر تـنش کم‌آبی در تمامی گونه‌ها افزایش یافت، ولی فعالیت آنزیم APX در گونه‌های وحشی افزایش و در هر سه گندم کاهش یافت. بیشترین فعالیت آنزیم‌های APX, CAT و GPX  به‌ترتیب در گونه A. tauschii، گونه A. cylindrica  و گونه A. tauschii بود. محتوای کلروفیل‌های a, b و کل تحت تنش کم‌آبی به شدت کاهش یافت، ولی محتوای کاروتنوئید در برخی گونه‌ها افزایش و در برخی گونه‌ها کاهش یافت.

REFERENCES

1. Abbasi, A., Malekpour, M. & Sobhanverdi, S. (2021). The Arabidopsis expansin gene (AtEXPA18) is capable to ameliorate drought stress tolerance in transgenic tobacco plants. Molecular Biology Reports, 48(8), 5913-5922.
2. Abdi, H., Williams, L. J. & Valentin, D. (2013). Multiple factor analysis: principal component analysis for multitable and multiblock data sets. Wiley Interdisciplinary Reviews: Computational Statistics, 5(2), 149-179.
3. Abedi, T. & Pakniyat, H. (2010). Antioxidant enzyme changes in response to drought stress in ten cultivar of oilseed rape (Brassica napus). Czech Journal of Genetics and Plant Breeding, 46(1), 27- 34.
4. Ahmed, H.G.M.D., Sajjad, M., Li, M., Azmat, M.A., Rizwan, M., Maqsood, R.H. & Khan, S.H. (2019b). Selection criteria for drought-tolerant bread wheat genotypes at seedling stage. Sustainability, 11 (9), 2584.
5. Ahmed, M., Aslam, M.A., Hassan, F., Hayat, R. & Ahmad, S. (2019a). Biochemical, physiological and agronomic response of wheat to changing climate of rainfed areas of Pakistan. Pakistan Journal of Botany, 51, 535–551.
6. Ahmed, M., Hassan, F. & Asif, M. (2012b). Physiological response of bread wheat (Triticum aestivum) to high temperature and moisture stresses. Australian Journal of Crop Science, 6, 749-755
7. Ahmed, M., Hassan, F.U., Aslam, M. & Aslam, M.A. (2012a). Physiological attributes based resilience of wheat to climate change. International Journal of Agriculture and Biology,14, 407–412.
8. Alonso, R., Elvira, S., Castillo, F. J. & Gimeno, B. S. (2001). Interactive effects of ozone and drought stress on pigments and activities of antioxidative enzymes in Pinus halepensis Plant, Cell and Environment, 24(9), 905-916.
9. Amini, Z. & Haddad, R. (2013). Role of photosynthetic Pigments and antioxidant enzymes against oxidative stress. Veterinary Journal, 81, 383-386. (In Persian)
10. Asseng, S., Martre, P., Maiorano, A., Rötter, R. P., O’Leary, G. J., Fitzgerald, G. J. & Ewert, F. (2019). Climate change impact and adaptation for wheat protein. Global Change Biology, 25(1), 155-173.
11. Awan, S. I., Ahmad, S. D., Mur, L. & Ahmed, M.S. (2017). Marker-Assisted Selection for Durable Rust Resistance in a Widely Adopted Wheat Cultivar" Inqilab-91". International Journal of Agriculture and Biology, 19, 1319-1324.
12. Batool, A., Noorka, I. R., Afzal, M. & Syed, A.H. (2013). Estimation of heterosis, heterobeltiosis and potence ratio over environments among pre and post Green Revolution Spring wheat in Pakistan. Journal of Basic and Applied Sciences, 9, 36.
13. Bhutta, W.M., Ibrahimi, M. & Tahira, A. (2006). Association analysis of some morphological trait of wheat (Triticum aestivum) under field stress conditions. Plant Soil Environment,52(4), 171–177.
14. Bian, S. & Jiang, Y. (2009). Reactive oxygen species, antioxidant enzyme activities and gene expression patterns in leaves and roots of Kentucky Bluegrass in response to drought stress and recovery. Scientia Horticulturae, 120, 264-270.
15. Blum, A. (2005). Drought resistance, water-use efficiency, and yield potential are they compatible, dissonant, or mutually exclusive. Australian Journal of Agricultural Research, 56(11), 1159-1168.
16. Chance, B. & Maehly, A.C. (1955) Assay of Catalase and Peroxidase. Methods in Enzymology, 2, 764-775.
17. Costa, P.H.A.D., Neto, A.D.D.A., Bezerra, M.A., Prisco, J.T. & Gomes-Filho, E. (2005). Antioxidant-enzymatic system of two sorghum genotypes differing in salt tolerance. Brazilian Journal of Plant Physiology, 17, 353-362.
18. Derogar, H., Fakheri, B., Mehdinezhad, N. & Mohammadi, R. (2019). Evaluation of some biochemical traits in cultivars and wild species of wheat under drought stress. Environmental Stresses in Crop Sciences, 12(3), 685-696.
19. Econopouly, B. F., McKay, J. K., Westra, P., Reid, S. D., Helm, A. L. & Byrne, P. F. (2013). Phenotypic diversity of Aegilops cylindrica (jointed goatgrass) accessions from the western United States under irrigated and dryland conditions. Agriculture, Ecosystems & Environment, 164, 244-251.
20. Emadi, N., Balouchi, H.R. & Jahan, B.S. (2012). Effect of drought stress and plant density on yield, yield components and some morphological characters of pinto bean (cv. CO S16) in Yasouj region.  Electronic Journal of Crop Production,5 (2), 1 -17.
21. Fotovat, R., Valizadeh, M. & Toorchi, M. (2007). Association between water-use efficiency components and total chlorophyll content (SPAD) in wheat (Triticum aestivum) under well-watered and drought stress conditions. Journal of Food Agriculture and Environment, 5(3/4), 225.
22. Foyer, C.H., Lelandais, M. & Kunert, K.J. (1994). Photooxidative stress in plants. Physiologia Plantarum, 92(4), 696-717.
23. Hadwan, M.H. (2018). Simple spectrophotometric assay for measuring catalase activity in biological tissues. BMC Biochemistry, 19, 1-8.
24. Hojati, M., Modarres-Sanavy, A.M.M., Karimi, M. & Ghanati, F. (2011). Responses of growth and antioxidant systems in Carthamus tinctorius under water deficit stress. Acta Physiologia Plantarum,. 33, 105-112.
25. Hui-Mean, F., Yusop, Z. & Yusof, F. (2018). Drought analysis and water resource availability using standardised precipitation evapotranspiration index. Atmospheric Research, 201, 102-115.
26. Huyuan, F., Xue, Li.S. & Wang, L.X. (2007). The interactive effects of enhanced UV-B radiation and soil drought on spring wheat. South African Journal of Botany 73, 429–434.
27. Jagtap, V., Bhargava, S., Streb, P. & Feierabend, J. (1998). Comparative effect of water, heat and light stresses on photosynthetic reactions in Sorghum bicolor (L.) Moench. Journal of Experimental Botany, 49(327), 1715-1721.
28. Karthikeyan, N., Prasanna, R., Nain, L. & Kaushik, B.D. (2007). Evaluating the potential of plant growth promoting cyanobacteria as inoculants for wheat. European Journal of Soil Biology, 43(1), 23-30.
29. Khalili, M., Aboughadareh, A.P. & Naghavi, M.R. (2013). Screening of drought tolerant cultivars in barley using morpho-physiological traits and Integrated Selection Index under water deficit stress condition. Advanced Crop Science, 3(7), 462-471.
30. Khan, M.A., Tahir, A., Khurshid, N., Ahmed, M. & Boughanmi, H. (2020). Economic effects of climate change-induced loss of agricultural production by 2050: a case study of Pakistan. Sustainability, 12(3), 1216.
31. Lawlor, D. W. & Cornic, G. (2002). Photosynthetic carbon assimilation and associated metabolism in relation to water deficits in higher plants. Plant, Cell and Environment, 25(2), 275-294.
32. Lessani, H. & M. Mojtahedi. )2002(. Introduction to Plant Physiology (Translation). 6th Edn., Tehran University Press, Iran, pp: 726. (In Persian)
33. Lichtenthaler, H.K. (1987). Chlorophyll fluorescence signatures of leaves during the autumnal chlorophyll breakdown. Journal of Plant Physiology, 131, 101-110.
34. Lonbani, M. & Arzani, A. (2011). Morpho-physiological traits associated with terminal drought-stress tolerance in triticale and wheat. Agronomy Research, 9(1-2), 315-329.
35. Ma, J., Li, R., Wang, H., Li, D., Wang, X., Zhang, Y., & Li, Y. (2017). Transcriptomics analyses reveal wheat responses to drought stress during reproductive stages under field conditions. Frontiers in Plant Science, 8, 592.
36. Mittler, R. (2006). Abiotic stress, the field environment and stress combination. Trends in Plant Science, 11(1), 15-19.
37. Mudgal, V., Madaan, N. & Mudgal, A. (2010). Biochemical mechanisms of salt tolerance in plants: a review. International Journal of Botany, 6(2), 136-143.
38. Naderi Zarnaghi, R., Valizadeh, M. & Firoozi, S. (2014). The effects of drought stress in tillering stage on glutathione reductase and ascorbate peroxidase activities of winter wheat genotypes. Iranian Hournal of Dryland Agriculture, 3(2), 127-139 (In Persian)
39. Nageswara Rao, R.C., Talwar, H. S. & Wright, G.C. (2001). Rapid assessment of specific leaf area and leaf nitrogen in peanut (Arachis hypogaea) using a chlorophyll meter. Journal of Agronomy and Crop Science, 186(3), 175-182.
40. Nakano, Y. & Asada, K. (1981). Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in spinach chloroplasts. Plant and Cell Physiology, 22, 867-880.
41. Nevo, E. & Chen, G. (2010). Drought and salt tolerances in wild relatives for wheat and barley improvement. Plant, Cell and Environment, 33, 670-685.
42. Ozkur, O., Ozdemir, F., Bor, M. & Turkan, I. (2009). Physiochemical and antioxidant responses of the perennial Xerophyte Capparis ovata Desf. to Drought. Environmental and Experimental Botany, 66, 487-492.
43. Pagariya, M.C., Devarumath, R.M. & Kawar, P.G. (2012). Biochemical characterization and identification of differentially expressed candidate genes in salt stressed sugarcane. Plant Science, 184, 1-13.
44. Pour-Aboughadareh, A., Ahmadi, J., Mehrabi, A.A., Etminan, A., Moghaddam, M. & Siddique, K.H. (2017). Physiological responses to drought stress in wild relatives of wheat: implications for wheat improvement. Acta Physiologiae Plantarum, 39(4), 106.
45. Pour-Aboughadareh, A., Omidi, M., Naghavi, M.R., Etminan, A., Mehrabi, A.A., Poczai, P. & Bayat, H. (2019). Effect of water deficit stress on seedling biomass and physio-chemical characteristics in different species of wheat possessing the D genome. Agronomy, 9(9), 522.
46. Pravalie, R., Sîrodoev, I., Patriche, C., Roșca, B., Piticar, A., Bandoc, G. & Iordache, Ş. (2020). The impact of climate change on agricultural productivity in Romania. A country-scale assessment based on the relationship between climatic water balance and maize yields in recent decades. Agricultural Systems, 179, 102767.
47. Ramirez-Cabral, N.Y., Kumar, L. & Shabani, F. (2017). Global alterations in areas of suitability for maize production from climate change and using a mechanistic species distribution model (CLIMEX). Scientific Reports, 7(1), 1-13.
48. Reddy, M.P. & Vora, A.B. (1986). Changes in pigment composition, Hill reaction activity and saccharides metabolism in Bajra (Pennisetum typhoides S and H) leaves under NaCl salinity. Photosynthetica (Praha), 20(1), 50-55.
49. Sánchez‐Blanco, M.J. Rodríguez, P., Olmos, E., Morales, M.A., & Torrecillas, A. (2004). Differences in the Effects of Simulated Sea Aerosol on Water Relations, Salt Content, and Leaf Ultrastructure of Rock‐Rose Plants. Journal of Environmental Quality, 33(4), 1369-1375.
50. Schonfeld, M.P., Richard, J.C, Carver, B.F. & Mornhi, N.W. (1988). Water relations in winter wheat as drought resistance indicators. Crop Science, 28, 526–531.
51. Shahbazi, H., Arzani., A. & Esmailzadeh, M. (2014). The effect of drought stress on physiological properties in recombinant wheat inbred lines. Journal of Crop Production and Processing, 4 (11), 285-293. (In Persian)
52. Shao, H.B., Liang, Z.S. & Shao, M.A. (2006). Osmotic regulation of 10 wheats (Triticum aestivum) genotypes at soil water deficits. Colloids of Surfases. 47, 32-139.
53. Sharma, B.R., Rao, K.V., Vittal, K.P.R., Ramakrishna, Y.S. & Amarasinghe, U. (2010). Estimating the potential of rainfed agriculture in India: Prospects for water productivity improvements. Agricultural Water Management, 97(1), 23-30.
54. Simonovicova, A., Barteková, J., Janovová, Ľ. & Luptáková, A. (2010). Behaviour of Fe, Mg and Ca in acid mine drainage and experimental solutions in the presence of Aspergillus niger species isolated from various environment. Nova Biotechnologicaet Chimica, 10, 63-69.
55. Siosemardeh, A., Ahmadi, A., Poustini, K. & Ebrahimzade, H. (2003). Stomata and nonstopmatal limitations to photosynthesis and their relationship with drought resistance in wheat cultivars. Iranian Journal of Agricultural Science. 34(4), 4. (In Persian)
56. Sohail, Q., Inoue, T., Tanaka, H., Eltayeb, A.E., Matsuoka, Y. & Tsujimouka, H. (2011) ‘Applicability of Aegilops tauschii drought tolerance traits to breeding of hexaploid wheat’, Breeding Science, 61, 347–357.
57. Souza, C.C.D., Oliveira, F.A.D., Silva, I.D.F.D. & Amorim Neto, M.D.S. (2000). Evaluation of methods of available water determinaton and irrigation management in" terra roxa" under cotton crop. Revista Brasileira de Engenharia Agrícola e Ambiental, 4(3), 338-342.
58. Tas, S. & Tas, B. (2007). Some physiological responses of drought stress in wheat genotypes with different ploidity in Turkiye. World Journal of Agricultural Sciences, 3(2), 178-183.
59. Van-Ogtrop, F., Ahmad, M. & Moeller, C. (2014). Principal components of sea surface temperatures as predictors of seasonal rainfall in rainfed wheat growing areas of P akistan. Meteorological Applications, 21(2), 431-443.
60. Vojdani P. & Meybodi M. (1993). Distribution and genetic diversity of primitive bread wheats in Iran. In: Damania A.B. (ed.), Biodiversity and Wheat Improvement. John Wiley and Sons, 409-415.
61. Willekens, H., Chamnongpol, S., Davey, M., Schraudner, M., Langebartels, C., Van Montagu, M. & Van Camp, W. (1997). Catalase is a sink for H₂O₂ and is indispensable for stress defence in C3 plants. The EMBO Journal, 16(16), 4806-4816.
62. Yoshimura, K., Yabute, Y., Ishikawa, T. & Shigeoka, S. (2000). Expression of spinach ascorbate peroxidase isoenzymes in response to oxidative stresses. Plant Physiology, 123: 223-233.