Effects of sodium chloride on growth and physiological properties of three potato cultivars under in vitro condition

مقدمه

تنش شوری یکی مهم‌ترین تنش‌های محیطی است که می‌تواند رشد و تولید گیاهان زراعی را به‌خصوص در مناطق خشک و نیمه‌خشک کاهش دهد (Munns, 2002; Rengasamy, 2010). در این میان، سیب‌زمینی (Solanum tuberosum L.) به‌عنوان یک محصول زراعی مهم در تأمین امنیت غذایی، همانند سایر گیاهان زارعی تحت تأثیر شوری قرار می‌گیرد. اگرچه سیب‌زمینی در گروه گیاهان نیمه حساس به شوری طبقه‌بندی‌شده است (Katerji et al., 2000)، با این‌حال ارقام حساس به شوری نیز در این گیاه مشاهده می‌شود. این گیاه به‌خصوص در مرحله اولیه رشد، حساسیت بیشتری به شوری دارد (Heure and Nadler, 1998).

شوری از دو جنبه باعث ایجاد خسارت در گیاه می‌شود. یکی ایجاد تنش خشکی به‌واسطه تنظیم اسمزی نمک که جذب آب توسط گیاه را با مشکل مواجه می‌کند (Horie et al., 2011; Shahzad et al. 2019) و دیگری اثر سمیت یون‌های نمک که تعادل یونی را در سلول‌ها تحت تأثیر قرار داده و باعث ایجاد خسارت می‌شود (Munns & Tester, 2008). در مقیاس سلولی، تنش شوری باعث بر هم خوردن تعادل یونی و تنش اسمزی، اختلال در جذب مواد غذایی و تنش اکسیداتیو (Gao et al., 2015; Zeng, et al., 2015)و نیز تغییراتی در رشد، تقسیم سلولی و فعالیت آنزیم‌ها می‌شود (Winicov, 1993; Gao et al., 2015). کاهش رشد، مهم‌ترین پدیده در گیاهان تحت تنش شوری است که این فرآیند در سلول‌ها، بافت‌ها و اندام‌های کشت شده در محیط کشت حاوی کلرید سدیم نیز مشاهده می‌شود (Khrais et al., 1998; Aghaei et al., 2008; Sudhersan, 2012; Murshed et al., 2015). در حقیقت کاهش رشد، یک راهکار برای بقای گیاه در شرایط تنش شوری است
 (Queiros et al., 2007).

گیاهان تعداد زیادی از شیوه‌های بیوشیمیایی و فیزیولوژیک را برای تحمل تنش‌های محیطی توسعه داده‌اند (Pastori & Foyer, 2002) که از آن جمله می‌توان به بسته شدن روزنه‌ها، تجمع اسمولیت‌ها، افزایش فعالیت آنتی‌پورترهایNa⁺/H⁺ و کنترل نقل‌ و انتقال سدیم و پتاسیم و افزایش فعالیت آنتی‌اکسیدانی اشاره کرد (Gao et al., 2015; Assaha et al., 2017; Liang et al., 2018).

پاسخ گیاه به شوری از نظر ژنتیکی و فیزیولوژیک بسیار پیچیده است (Zhao et al. 2020). گزینش برای ارقام متحمل در شرایط مزرعه، تحت تأثیر متغیرهای جغرافیایی، نوع خاک و شرایط محیطی قرار می‌گیرد (Arzani, 2008)، ازاین‌رو انجام آزمایش‌هایی از این دست در شرایط کنترل شده می‌تواند نتایج تکرارپذیری به دنبال داشته باشد. به‌علاوه، بیشتر مطالعات پاسخ به تنش شوری در سطح گیاه کامل مورد ارزیابی قرارگرفته است؛ درنتیجه به دلیل پیچیدگی ساختمانی گیاه، جدا کردن پاسخ‌های سیستمیک از سازوکار‌های سلولی مشکل است (Leone et al., 1994; Hawkins & Lips, 1997).

کشت بافت گیاهی به‌عنوان یک روش ساده و مقرون ‌به‌صرفه برای دستیابی به گیاهان متحمل به تنش شوری و مطالعه کارکردهای سلولی دخیل در تحمل به شوری از طریق مطالعه لاین‌های سلولی متحمل به شوری در شرایط درون‌شیشه‌ای معرفی شده است (Gu et al., 2004; Raoufi et al., 2021)؛ این روش می‌تواند تحت شرایط کنترل شده با زمان و مکان محدود به‌کار گرفته شود (Sakhanokho & Kelley, 2009). گیاهچه‌هایی که در شرایط درون‌شیشه‌ای رشد داده شده‌اند، با گیاهانی که در شرایط طبیعی رشد می‌کنند، از نظر ژنتیکی کاملاً یکسان هستند،  در نتیجه این انتظار وجود دارد که پاسخی مشابه به تنش شوری دهند (Mills & Tal, 2004; Shibli et al., 2007). مطالعات انجام شده روی سیب‌زمینی نشان داده است که گزینش در شرایط درون‌شیشه‌ای برای تحمل به شوری می‌تواند یک روش جایگزین و مقرون‌به‌صرفه برای گزینش در شرایط طبیعی باشد (Khrais et al., 1998; Aghaei et al., 2008; Rahman et al., 2008; Sudhersan, 2012; Murshed et al., 2015; Sattar et al. 2021). در اکثر مطالعات، تأثیر شوری بر خصوصیات رشدی ارقام مختلف سیب‌زمینی مورد بررسی قرار گرفته است و کمتر روابط فیزیولوژیک مؤثر در این فرآیند موردتوجه بوده است.

به‌نظر می‌رسد ارزیابی ارقام در محیط کنترل شده، با بررسی خصوصیات مرفولوژیک و فیزیولوژیک می‌تواند اطلاعات مناسبی را در جهت شناسایی راهکارهای ژنوتیپ‌های مختلف گیاهی برای مقابله با تنش شوری در اختیار پژوهشگران قرار دهد؛ بنابراین این آزمایش باهدف مقایسه تحمل شوری سه رقم سیب‌زمینی در شرایط درون‌شیشه‌ای و بررسی تأثیر تجمع یون‌های سدیم و پتاسیم در برگ و ساقه بر تحمل شوری و خصوصیات رشدی ارقام سیب‌زمینی انجام شد.

مواد و روش‌ها

این آزمایش در مجتمع آموزش عالی شیروان به‌صورت فاکتوریل و در قالب طرح کاملاً تصادفی با چهار تکرار (در هر تکرار 10 گیاهچه) انجام شد. تیمارهای مورد مطالعه شامل غلظت‌های مختلف کلرید سدیم (صفر، دو، چهار، شش، هشت و 10 گرم در لیتر (صفر، 2/34، 4/68، 7/102، 9/136 و 1/171میلی مولار) و ارقام تجاری سیب‌زمینی (اگریا (Agria)، فونتانه (Fontane) و سانته (Sante)) بود. گیاهچه‌های استریل حاصل از کشت بافت سیب‌زمینی از موسسه بیوتکنولوژی اصفهان تهیه شد. تیمارهای شوری در شرایط درون‌شیشه‌ای، روی ریزنمونه گره‌دار ساقه گیاهچه‌های استریل سیب‌زمینی در محیط کشت MS (Murashige & Skoog, 1962) حاوی سه درصد ساکارز، هفت گرم در لیتر آگار و با 8/5 pH اعمال شدند. پس از کشت، ظروف کشت به شرایط نوری 16 ساعت روشنایی (3000-2500 لوکس) و هشت ساعت تاریکی در دمای1±25 درجه سانتی‌گراد منتقل شدند و پس از گذشت یک ماه، ویژگی‌های مختلف مورد ارزیابی قرار گرفت (Nabati et al., 2018).

به‌منظور اندازه‌گیری صفاتی مانند طول و قطر ساقه، سطح برگ و تعداد گره، از گیاهچه‌ها تصویربرداری شد و در ادامه صفات مورد نظر با روش پردازش تصویر با استفاده از نرم‌افزارJmicrovision v1.2.7 (Roduit, 2019) ارزیابی شدند. به‌منظور بررسی تأثیر شوری بر رشد گیاهچه‌ها، وزن خشک کل با اندازه‌گیری اجزای آن شامل برگ، ساقه و ریشه در تیمارها اندازه‌گیری شد.

مقدار کلروفیل a و b با استفاده از روش طیف‌سنجی اندازه‌گیری شد (Lichtenthaler & Buschmann, 2001). برای این منظور 50 میلی‌گرم برگ با استفاده از یک میلی‌لیتر اتانول 96 درصد عصاره‌گیری شد و در ادامه جذب عصاره با دستگاه اسپکتروفتومتر )مدل (T60 UV-visible در طول‌موج‌های649 و 664 نانومتر اندازه‌گیری شد و غلظت رنگ‌دانه‌های فتوسنتزی پس از استانداردسازی بر اساس وزن نمونه برگ بر حسب میلی‌گرم بر گرم وزن تر محاسبه شد.

برای تعیین غلظت سدیم و پتاسیم، از روش هضم ‌تر روی نمونه‌های ساقه و برگ استفاده شد (Thomas et al., 1967) و مقدار سدیم و پتاسیم در نمونه‌های هضم شده با استفاده از دستگاه فلیم‌فتومتر (310C-Digital Flam photometer) تعیین شد.

پردازش داده‌ها و ترسیم نمودار‌ها با استفاده از برنامه Excel انجام شد و تجزیه آماری و مقایسه میانگین‌ با استفاده از آزمون دانکن در سطح احتمال پنج درصد با استفاده از بسته Agricolae (Mendiburu, 2020) صورت گرفت و نمودار همبستگی نیز با بسته Corrplot (Taiyun & Simko, 2017) در محیط R رسم شد.

نتایج و بحث

وزن خشک گیاهچه و اجزای آن

بررسی تأثیر غلظت‌های مختلف NaCl روی وزن خشک گیاهچه‌های سیب‌زمینی نشان داد که با افزایش سطح شوری، از میانگین وزن خشک گیاهچه‌ها کاسته شد. در بین ارقام، وزن خشک گیاهچه در شرایط عدم تنش در رقم فونتانه بیشتر از دو رقم دیگر بود و رقم سانته کمترین وزن خشک گیاهچه را داشت. تیمار شوری دو گرم در لیتر NaCl، سبب  کاهش وزن خشک گیاهچه فونتانه شد، اما در اگریا و سانته، این کاهش به ترتیب در شش و هشت گرم در لیتر NaCl مشاهده شد. در بیشترین سطح شوری به کاربرده شده، ارقام اگریا، فونتانه و سانته به‌ترتیب 59، 61 و 55 درصد کاهش وزن خشک گیاهچه را نشان دادند (شکل 1، 2). مطالعه‌ای روی سیب‌زمینی نشان داد که تحمل به شوری رقم سانته بیشتر از اگریا و اگریا بیشتر از فونتانه بود (Khrais et al., 1998). در آزمایش دیگری نیز مشخص شد که تحمل به شوری رقم سانته نسبت رقم فونتانه بیشتر است
(Sudhersan et al., 2012).

بررسی تأثیر تیمار شوری بر وزن خشک برگ نشان داد که در شرایط عدم تنش، سانته کمترین وزن خشک برگ را نسبت به دو رقم دیگر داشت. تنش شوری در هر سه رقم، به افزایش و سپس کاهش وزن خشک برگ منجر شد، به‌نحوی‌که حداکثر وزن خشک برگ در رقم اگریا در سطوح دو تا شش گرم کلرید سدیم در لیتر  و در فونتانه و سانته نیز به‌ترتیب در چهار گرم و شش و هشت گرم کلرید سدیم در لیتر به‌دست آمد (شکل 1).

وزن خشک ساقه در رقم فونتانه در شرایط عدم تنش بیشتر از دو رقم دیگر بود. تیمار کلرید سدیم، به کاهش وزن خشک ساقه ارقام منجر شد. کاهش وزن خشک ساقه در اگریا و سانته در تیمار چهار گرم کلرید سدیم در لیتر شروع شد، درحالی‌که در فونتانه آغاز کاهش در دو گرم در لیتر نمک بود (شکل 1).

شکل 1- تأثیر تیمارهای مختلف شوری بر وزن خشک گیاهچه، برگ، ساقه و ریشه در سه رقم سیب‌زمینی

Figure 1. Effect of different salinity treatments on seedling, leaf, stem and root dry weights in three potato cultivars

در شرایط عدم تنش، بیشترین وزن خشک ریشه به رقم فونتانه تعلق داشت. رشد و باززایی ریشه‌ها در غلظت‌های بالای چهار گرم در لیتر در رقم فونتانه و بالای شش گرم در لیتر در ارقام اگریا و سانته به صفر رسید (شکل 1). به‌نظر می‌رسد که با توجه به حساسیت بیشتر ریشه به تنش شوری، این صفت می‌تواند معیار مناسبی برای اندازه‌گیری تحمل به تنش شوری در گیاهان مختلف باشد. در بررسی اثر تنش شوری بر طول ریشه یازده رقم پنبه مشخص شد که طول ریشه، تأثیرپذیری بیشتری در برابر تنش نسبت به طول ساقه دارد (Noor et al., 2001). مطالعه روی به‌گزینی ارقام سیب زمینی در شرایط این ویترو و این ویو برای تحمل به شوری نشان داده است که پاسخ کشت ریشه نسبت به کشت ساقه، مشابهت بیشتری با تحمل به شوری ارقام در شرایط این ویو داشت (Naik & Widholm, 1993).

طول و قطر ساقه و تعداد گره

طول و قطر ساقه و تعداد گره ارقام نیز تحت تأثیر افزایش غلظت کلرید سدیم قرار گرفت. در شرایط عدم تنش، کمترین طول ساقه متعلق به رقم سانته بود. کاهش رشد ساقه‌ها در هر سه رقم با اولین سطح تنش شوری آغاز شد. این کاهش در تیمار 10 گرم کلرید سدیم در لیتر برای ارقام اگریا، فونتانه و سانته به‌ترتیب 84، 86 و 81 درصد نسبت به شاهد بود (شکل 3). کاهش طول ساقه تحت تأثیر شوری در شرایط درون‌شیشه‌ای در مطالعات دیگر نیز گزارش و مشخص شده است که رابطه مثبتی بین طول ساقه و تحمل به شوری وجود دارد (Khrais et al., 1998; Aghaei et al., 2008; Murshed et al., 2015; Chen et al. 2018).

شکل 2- تأثیر غلظت‌های مختلف کلرید سدیم روی رشد ریز نمونه‌های دو رقم سیب‌زمینی (اگریا و فونتانه) در شرایط درون شیشه‌ای.

Figure 2. Effect of different concentrations of sodium chloride on growth of micro-cut of two potato cultivars (Agria and Fontane) under in vitro conditions.

بیشترین قطر ساقه در شرایط عدم تنش به رقم فونتانه تعلق داشت. در هر سه رقم مورد مطالعه، قطر ساقه در پاسخ به تیمارهای تنش شوری افزایش یافت؛ این افزایش در اگریا و سانته (به‌جز تیمار 10 گرم کلرید سدیم در لیتر) در تمامی سطوح تنش در مقایسه با شاهد مشاهده شد. در فونتانه، افزایش فقط در تیمارهای چهار و شش گرم کلرید سدیم در لیتر مشاهده شد و در آخرین سطح تنش، قطر ساقه نسبت به شاهد کاهش یافت (شکل 3). افزایش قطر ساقه در پی تنش شوری می‌تواند در اثر تورم سلول‌ها در اثر تجمع نمک و متعاقب آن تنظیم اسمزی و جذب بیشتر آب به درون آن‌ها باشد. افزایش حجم بافت‌ها تحت تأثیر نمک در گیاهان دیگر نیز گزارش‌شده است (Gelenn,1992; Munns, 2002). در مطالعه دیگر نیز به‌مانند نتایج آزمایش حاضر، افزایش نمک به افزایش قطر ساقه گیاهچه‌های سیب‌زمینی در برخی از ارقام منجر شد (Murshed et al., 2015; Chen et al. 2018).

در شرایط عدم تنش، تعداد گره در هر سه رقم تفاوت معنی‌داری نداشت و با اعمال شوری، از تعداد گره‌ها (به‌جز تیمار چهار گرم کلرید سدیم در لیتر در اگریا) کاسته شد. در اگریا، تعداد گره تأثیرپذیری کمتری نسبت به تنش شوری در مقایسه با دو رقم دیگر داشت (شکل 3). نتایج مطالعه دیگری روی گیاهچه سیب‌زمینی تحت تیمار شوری نشان داد که با وجود کاهش طول ساقه، کاهش در تعداد گره تنها در غلظت‌های بالای 125 میلی‌مولار (3/7 گرم در لیتر) رخ داد (Murshed et al., 2015). بر این اساس، به نظر می‌رسد که در ارتباط با صفت تعداد گره، پاسخ ارقام سیب‌زمینی به شوری متفاوت است.

شکل 3- تأثیر تیمارهای مختلف تنش شوری بر طول و قطر ساقه و تعداد گره در سه رقم سیب‌زمینی.

Figure 3. Effect of different salinity treatments on stem length and diameter and number of nodes in three potato cultivars.

سطح برگ

در شرایط عدم تنش، رقم سانته تنش کمترین سطح برگ را در مقایسه با دو رقم دیگر داشت. در هر سه رقم، سطح برگ در تیمار دو گرم کلرید سدیم در لیتر تفاوت معنی‌داری با شاهد نداشت. کاربرد چهار گرم کلرید سدیم در لیتر، سطح برگ را در رقم اگریا و سانته افزایش و در فونتانه کاهش داد. هر سه رقم در تیمار 10 گرم کلرید سدیم در لیتر سطح برگ کمتری در مقایسه با شاهد داشتند (شکل 4).

شکل 4- تأثیر تیمارهای مختلف شوری بر سطح برگ در سه رقم سیب‌زمینی.

Figure 4. Effect of different salinity treatments on leaf area in three potato cultivars.

کاهش سطح برگ در سیب‌زمینی در پاسخ به شوری پیش ‌از این نیز گزارش ‌شده است (Heuer & Nadler, 1995) که این کاهش به عدم توانایی ایجاد فشارآماس در سلولی‌های برگ و به دنبال آن کاهش بزرگ شدن سلول‌ها و تقسیم سلولی نسبت داده شده است (García-Caparrós & Lao, 2018).

کلروفیل a و b

در شرایط عدم تنش، بیشترین مقدار کلروفیل a و b به‌ترتیب به ارقام فونتانه و اگریا تعلق داشت و در هر سه رقم، تنش شوری به کاهش مقدار کلروفیل a و b منجر شد. در تیمار 10 گرم کلرید سدیم در لیتر، مقدار کلروفیل a در ارقام اگریا، فونتانه و سانته به‌ترتیب 86، 86 و 69 درصد کاهش نسبت به شاهد نشان داد که برای کلروفیل b این مقادیر 88، 84 و 46 درصد بود (شکل 5).

شکل 5- تأثیر تیمارهای مختلف شوری بر میزان کلروفیل a و b در سه رقم سیب‌زمینی

Figure 5. Effect of different salinity treatments on the chlorophyll a and b contents in three potato cultivars

این نتایج نشان داد که مقدار کلروفیل برگ به‌مانند رشد ریشه‌ها به تنش شوری حساس است. کمیت کلروفیل به‌عنوان شاخص حساسیت به شوری در سطح متابولیسم سلولی مورد استفاده قرارگرفته است (Chutipaijit et al., 2011). حفظ کمیت کلروفیل تحت شرایط تنش شوری می‌تواند باعث افزایش تحمل گیاه به این تنش شود (Su et al., 2011). پیشتر نیز زرد شدن برگ‌ها در پاسخ به شوری در کشت بافت سیب‌زمینی گزارش‌شده بود (Sudhersan et al., 2012; Li et al. 2018). کاهش مقدار کلروفیل در شرایط تنش شوری می‌تواند در نتیجه ممانعت از سنتز رنگ‌دانه‌ها و یا به‌واسطه تخریب کلروپلاست‌ها رخ دهد (Gao et al., 2015; Li et al. 2018). در این پژوهش، میزان کلروفیل b در شرایط تنش بیشتر از کلروفیل a بود. به‌نظر می‌رسد که در اثر تنش شوری، میزان کلروفیل a بیشتر تحت تاثیر تنش قرار گرفته است. افزایش تجمع سدیم کلرید در کلروپلاست گیاهان، کاهش میزان کلروفیل  aرا از طریق شکستن کلروپلاست در پی دارد و ناپایداری کمپلکس پروتئین و لیپید در گیاهان حساس به شوری، با تاثیر بر تشکیل پلاستید های جدید و به دنبال آن کاهش کروفیل و کاروتن ها سبب کاهش فعالیت فتوسنتزی می شود٬ (Sudhir & Murthy, 2004).

سدیم و پتاسیم برگ و ساقه

در شرایط عدم تنش، کمترین میزان سدیم ساقه و برگ در رقم فونتانه مشاهده شد و سانته بیشترین سدیم برگ را داشت. بررسی تغییرات مقدار سدیم ساقه و برگ در پاسخ به شوری نشان داد که با وجود این که میزان سدیم ساقه با افزایش غلظت کلرید سدیم به کاربرده شده در محیط کشت افزایش یافت، در برگ‌ها چنین روندی مشاهده نشد. در شرایط تنش، بیشترین سدیم ساقه و برگ به‌ترتیب به ارقام سانته، اگریا و فونتانه تعلق داشت. بر اساس نتایج، میزان سدیم در برگ به‌مراتب بیشتر از ساقه بود (شکل 6).

میزان پتاسیم ساقه در شرایط عدم تنش، تفاوت معنی‌داری بین ارقام نداشت، اما بیشترین پتاسیم برگ به‌ترتیب در ارقام سانته، اگریا و فونتانه یافت شد. تنش شوری به افزایش میزان پتاسیم ساقه منجر شد که این افزایش در فونتانه و اگریا در تیمار چهار گرم و در سانته در شش گرم کلرید سدیم در لیتر شروع شد اما این افزایش همانند سدیم چشمگیر نبود. تنش شوری به کاهش میزان پتاسیم برگ در اگریا منجر شد، اما در فونتانه، شوری ابتدا میزان پتاسیم برگ را کاهش و سپس افزایش داد. در سانته در کمترین سطح شوری، میزان پتاسیم برگ بیشتر از شاهد بود و در بقیه تیمارها کاهش نشان داد (شکل 6).

بررسی تغییرات نسبت پتاسیم به سدیم در ساقه و برگ نشان داد که در شرایط تنش و عدم تنش، بیشترین نسبت به رقم فونتانه تعلق داشت و در اغلب موارد، سانته نسبت پتاسیم به سدیم کمتری در مقایسه با اگریا داشت (شکل 6).

شکل 6- تأثیر تیمارهای مختلف شوری بر میزان و نسبت سدیم و پتاسیم برگ و ساقه در سه رقم سیب‌زمینی

Figure 6. Effect of different salinity treatments on leaves and stems sodium and potassium levels in three potato cultivars

بر اساس نتایج، دو رقم اگریا و سانته تمایل بیشتری به جذب و انتقال نمک نسبت به رقم فونتانه نشان دادند (شکل 6). مطالعات سایر پژوهشگران نشان داده است که سطح بالای سدیم و در نتیجه کاهش سطح پتاسیم در اندام هوایی و ریشه، به ایجاد خسارت توسط نمک در گیاهان منجر می‌شود. با ‌وجود این، برخی از هالوفیت‌ها می‌توانند جذب سدیم و کلر را به‌صورت فعال کنترل کنند (Colmer et al., 1995; Santa-Mari & Epstein, 2001; Ali  & Yun, 2017)، اما گیاهان حساس به شوری نظیر سیب‌زمینی نمی‌توانند انتشار این یون‌ها را به‌خوبی کنترل کنند (Shahzad et al. 2019). مطالعه تأثیر شوری بر ارقام سیب‌زمینی در شرایط هیدروپونیک نشان داده است که ارقام متحمل سیب‌زمینی، مقدار بیشتری سدیم در ساقه جمع می‌کنند و درنتیجه مقدار سدیم موجود در برگ آن‌ها کمتر از ارقام حساس است (Jaarsma et al. 2013). پتاسیم یکی از مهم‌ترین کاتیون‌ها برای رشد گیاه است. این ترکیب برای اسموتیک واکوئل و به‌عنوان یک کوفاکتور آنزیمی مورد نیاز می‌باشد (Britto et al. 2021). با توجه به این نکته که گیاهان متحمل به شوری، غلظت‌های بالایی از پتاسیم و غلظت کمی از سدیم را در سیتوسول خود نگه می‌دارند و این کار را احتمالاً با تنظیم بیان و فعالیت انتقال‌دهنده‌های سدیم و پتاسیم و پمپ هیدروژن انجام می‌دهند (Zhu., 2003). اما در این مطالعه مقدار سدیم موجود در برگ و ساقه فونتانه (حساس) هر دو به‌مراتب کمتر از سانته و اگریا (متحمل) بود. به‌نظر می‌رسد که در شرایط درون شیشه، تجمع کمتر سدیم در برگ‌ها نمی‌تواند به‌تنهایی معیار مناسبی برای تحمل به شوری باشد.

تنظیم مقدار یون‌های سدیم و پتاسیم تحت کنترل انتقال‌دهنده‌های سدیم و پتاسیم است. انتقال ژن این انتقال‌دهنده به سیب‌زمینی، به افزایش تحمل به شوری این گیاه منجر شده است (Wang et al. 2019). در این گیاهان تراریخته، علاوه بر کاهش غلظت سدیم در برگ و بهبود نسبت پتاسیم به سدیم، کمترین مقدار کاهش در فتوسنتز، هدایت روزنه‌ای و عملکرد گزارش‌ شده است؛ با این ‌حال، فعالیت این انتقال‌دهنده‌ها نیازمند مصرف انرژی است (Assaha et al., 2017).

یافته‌های این مطالعه به‌خوبی نشان‌دهنده پاسخ پیچیده ارقام به شوری می‌باشد. بر اساس این نتایج و همان‌طور که در مطالعات پیشین بیان شده است (Leone et al., 1994; Hawkins & Lips, 1997)، به‌نظر می‌رسد که با وجود مشکل بودن جدا کردن پاسخ‌های سیستمیک از سازوکارهای سلولی، مطالعات فیزیولوژیک در محیط کنترل شده می‌تواند راهکار مناسبی برای ارزیابی این پیچیدگی‌‌ها باشد. در تیمارهای شوری، به دلیل جذب سدیم در برگ و به دنبال آن تنظیم اسمزی تنظیم اسمزی (Guo et al. 2020)، احتمالا بهبود جذب آب و متعاقب آن انتقال آب، املاح و قند از محیط کشت به برگ‌‌ها منجر می‌شود (Lipvaska & Vergudenhil, 1996). جذب آب باعث دو پدیده می‌شود؛ اول به‌واسطه رقیق کردن نمک، مقدار سدیم در برگ را کاهش می‌دهد که وضوح در روند کاهشی سدیم در برگ اگریا هم‌زمان با افزایش غلظت نمک از دو به شش گرم در لیتر مشهود است (شکل 6) و دوم، افزایش سطح برگ به واسطه آماس سلولی و توسعه ابعداد سلول‌های برگ است که در توسعه سطح برگ نقش مؤثر دارد.

همبستگی بین صفات

در این مطالعه، سطح برگ همبستگی مثبت و معنی‌داری با تعداد گره، وزن خشک برگ و نسبت پتاسیم به سدیم برگ داشت. کلروفیل برگ، همبستگی منفی و معنی‌داری با سدیم و پتاسیم ساقه داشت، درحالی‌که همبستگی بین کلروفیل با سدیم و پتاسیم برگ معنی‌دار نبود. همبستگی منفی و معنی‌داری نیز بین سدیم و پتاسیم برگ با وزن خشک برگ مشاهده شد (شکل 7).

نتیجه‌گیری کلی

در مجموع به‌نظر می‌رسد که پاسخ ارقام مختلف به تنش شوری متفاوت بوده است. این تفاوت علاوه بر چگونگی پاسخ گیاه به شرایط القاء شده توسط تنش شوری (سمیت و خشکی) می‌تواند تحت تأثیر کنش‌های متقابل گیاه و تنش قرار گیرد و این پاسخ‌ها در شرایط درون‌شیشه‌ای در ارقام مختلف، قابل ارزیابی و تجزیه‌وتحلیل است. نتایج نشان داد که در بین ارقام مورد مطالعه، سانته و اگریا از تحمل نسبی بیشتری به شوری برخوردار بودند. حتی در هر دو رقم در سطح شوری کم، افزایش سطح برگ در شرایط درون‌شیشه‌ای در پی شوری مشاهده شد. به‌نظر می‌رسد که توانایی جذب نمک و انتقال آن در گیاه می‌تواند نقش مهمی در تحمل شوری در سیب‌زمینی در شرایط درون‌شیشه‌ای داشته باشد.

شکل 7- همبستگی بین صفات مختلف تحت تنش شوری در سیب‌زمینی. ⤫: عدم تفاوت معنی‌دار در سطح پنج درصد.

Figure 7. Correlation between different traits under salinity stress in potato. ⤫: Non significant correlation at 5% of probability level.

REFERENCES

Aghaei, K., Ehsanpour, A. A., Balali, G. & Mostajeran, A. (2008). In vitro screening of potato (Solanum tuberosum L.) cultivars for salt tolerance using physiological parameter and RAPD analysis. American-Eurasian Journal of Agricultural and Environmental Sciences, 3(2), 159-164.

Ali, A. & Yun, D. J. (2017). Salt stress tolerance; what do we learn from halophytes?. Journal of Plant Biology, 60, 431-439.

Arzani, A. (2008). Improving salinity tolerance in crop plants: a biotechnological view. In Vitro Cellular and Developmental Biology – Plant, 44, 373-383.

Assaha, D.V.M., Ueda, A., Saneoka, H., Al-Yahyai, R. & Yaish, M. W. (2017). The role of Na⁺ and K⁺ transporters in salt stress adaptation in glycophytes. Frontiers in Physiology, 8, 509.

Britto, D. T., Coskun, D. & Kronzucker, H. J. (2021). Potassium physiology from Archean to Holocene: A higher-plant perspective. Journal of Plant Physiology, 262, 153432.

Chen, Y. Y.,  Li, Z. C.,  Cao, J. M.,  Xu, S. M. & Mo, L. (2018). Response of potato virus-free seedlings to NaCl stress and evaluation of salt tolerance. Southwest China Journal of Agricultural Sciences, 31(10), 2052-2059.

Chutipaijit. S., Chaum, S. & Sompornpailin, K. (2011). High contents of proline and anthocyanin increase protective response to salinity in Oryza sativa L. spp. indica. Australian Journal of Crop Science, 5, 1191-1198.

Colmer, T. D., Epstein, E. & Dvorak, J. (1995). Differential solute regulation in leaf blades of various ages in salt sensitive wheat and salt tolerant wheat×Lophopyrum elongatum (host) A. love amphiploid. Plant Physiology, 108, 1715-1724.

Gao, H., Yang, H., Bai, J., Liang, X., Lou, Y. & Zhang, J. (2015). Ultrastructural and physiological responses of potato (Solanum tuberosum L.) seedlings to gradient saline stress. Frontiers in Plant Science, 5, 787.

García-Caparrós, P.,& Lao, M. T. (2018). The effects of salt stress on ornamental plants and integrative cultivation practices. Scientia Horticulturae, 240, 430-439.

Gelenn, E. P., Coates, W., Riley, J. J., Kuehi, R. & Swingle, R. S. (1992). Salicornia bigelovii torr: sea water-irrigated forage for goats. Animal Feed Science and Technology, 40, 21-30.

Gu, R., Liu, Q., Pei, D. & Jiang, X. (2004). Understanding saline and osmotic tolerance of Populus euphratica suspended cells. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 78, 261-265.

Guo, H., Cui, Y. N., Pan, Y. Q., Wang, S. M., & Bao, A. K. (2020). Sodium chloride facilitates the secretohalophyte Atriplex canescens adaptation to drought stress. Plant Physiology and Biochemistry, 150, 99-108.

Hawkins, H. J. & Lips, S. H. (1997). Cell suspension cultures of Solanum tuberosum L. as a model system for N and salinity response. Effect of salinity on NO^3- uptake and PM-ATPase activity. Journal of Plant Physiology, 150, 103-109.

Heure, B. & Nadler, A. (1998). Physiological response of potato plants to soil salinity and water deficit. Plant Science, 137, 43-51.

Horie, T., Kaneko, T., Sugimoto, G., Sasano, S., Panda, S. K., Shibasaka, M. & Katsuhara, M. (2011). Mechanisms of water transport mediated by PIP aquaporins and their regulation via phosphorylation events under salinity stress in barley roots. Plant and Cell Physiology, 52, 663-675.

Jaarsma, R., de Vries, R. S. M. & de Boer A. H. (2013). Effect of salt stress on growth, Na⁺ accumulation and proline metabolism in potato (Solanum tuberosum) cultivars. PLoS ONE, 8(3), e60183.

Katerji, N., Van-Hoorn, J., Hamdy, A. & Mastrorilli, M. (2000). Salt tolerance classification of crops according to soil salinity and to water stress day index. Agricultural Water Management, 43, 99-109.

Khrais, T., Leclers, Y. & Donnelly, D. J. (1998). Relative salinity tolerance of potato cultivars assessed by in Vitro screening. American Journal of Potato Research, 75, 207-210.

Leone, A., Costa, A., Tucci, M. & Grillo, S. (1994). Comparative analysis of short- and long-term changes in gene expression caused by low water potential in potato (Solanum tuberosum) cell-suspension cultures. Plant Physiology, 106, 703-712.

Li, J. W., Chen, H. Y., Li, J., Zhang, Z., Blystad, D. R., & Wang, Q. C. (2018). Growth, microtuber production and physiological metabolism in virus-free and virus-infected potato in vitro seedlings grown under NaCl-induced salt stress. European Journal of Plant Pathology, 152(2), 417-432.

Liang, W., Ma, X., Wan, P. & Liu, L. (2018). Plant salt-tolerance mechanism: A review. Biochemical and Biophysical Research Communications, 495(1), 286-291.

Lichtenthaler, H. K. & Buschmann, C. (2001). Chlorophylls and carotenoids: measurement and characterization by UV-VIS spectroscopy. In: Wrolstad, R. E., Acree, T. E., An, H., Decker, E. A., Penner, M. H., Reid, D. S., Schwartz, S. J., Shoemaker, C. F. Sporns, P., Eds., Current Protocols in Food Analytical Chemistry (CPFA). John Wiley and Sons, New York, F4.3.1-F4.3.8.

Lipvaska, H. & Vergudenhil, D. (1996). Uptake of mannitol from the media by in vitro grown plant. plant Cells, Tissues and Organs Cultured. 45, 103- 107.     

Mendiburu, F. (2020). Agricolae: Statistical Procedures for Agricultural Research. R package version. 1. 3-2. http://tarwi.lamolina.edu.pe/~fmendiburu. (Accessed: May 2020)

Mills, D. & Tal, M. (2004). The effect of ventilation on in vitro response of seedlings of the cultivated tomato and its wild salt-tolerant relative Lycopersicon pennellii to salt stress. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 78, 209-216.

Munns, R. & Tester, M. (2008). Mechanisms of salinity tolerance. Plant Biology, 59, 651-81.

Munns, R. (2002). Comparative physiology of salt and water stress. Plant, Cell and Environment, 25, 239-250.

Murashige, T. & Skoog, F. (1962). A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, 15 (3), 473-497.

Murshed, R., Najla, S., Albiski, F., Kassem, I. & Jbour, M. (2015). Using growth parameters for in vitro screening of potato varieties tolerant to salt stress. Journal of Agricultural Science and Technology, 17, 483-494.

Nabati, J., Boroumand Rezazadeh, E., ZareMehrjerdi, M. & Kafi, M. (2018). Evaluation of effect of natural and artificial lights on potato micropropagation. Iranian Journal of Horticultural Science, 49(2), 453-463. (In Persian)

Naik, P. S., & Widholm, J. M. (1993). Comparison of tissue culture and whole plant responses to salinity in potato. Plant Cell, Tissue and Organ Culture, 33, 273-280.

Noor, E., Azhar, F. M. & Khan, A. L. (2001). Differences in responses of gossypium hirsutum L. varieties to NaCl salinity at seedling stage. International Journal of Agriculture and Biology, 4, 345-347.

Pastori, G. M. & Foyer, C. H. (2002). Common components, networks, and pathways of cross-tolerance to stress. The central role of “redox” and abscisic acid-mediated controls. Plant Physiology, 129, 460-468.

Queiros, F., Fidalgo, F., Santos, I. & Salema, R. (2007). In vitro selection of salt tolerant cell lines in Solanum tuberosum L. Biologia Plantarum, 51, 728-734.

Rahman, M. H., Islam, R., Hossain, M. & Haider, S. A. (2008). Differential response of potato under sodium chloride stress conditions in vitro. Journal of Bio-Science, 16, 79-83.

Raoufi, A., Salehi, H., Rahemi, M., Shekafandeh, A. & Khalili, S. (2021). In vitro screening: The best method for salt tolerance selection among pistachio rootstocks. Journal of the Saudi Society of Agricultural Sciences, 20(3), 146-154.

Rengasamy, P. (2010). Soil processes affecting crop production in salt-affected soils. Functional Plant Biology, 37, 613-620.

Roduit, N. (2019). JMicroVision: Image analysis toolbox for measuring and quantifying components of high-definition images. Version 1.3.1. http://www.jmicrovision.com (Accessed: April 2019).

Sakhanokho, H. F. & Kelley, R. Y. (2009). Influence of salicylic acid on in vitro propagation and salt tolerance in Hibiscus acetosella and Hibiscus moscheutos (cv ‘Luna Red’). African Journal of Biotechnology, 8, 1474-1481.

Santa-Maria, G. E. & Epstein, E. (2001). Potassium/Sodium selectivity in wheat and amphiploid cross Wheat×Lophopyrum elongatum. Plant Science, 160, 523-534.

Sattar, F. A., Hamooh, B. T., Wellman, G., Ali, Md. A., Shah, S. H., Anwar, Y., & Mousa, M. A. A. (2021). Growth and biochemical responses of potato cultivars under in vitro lithium chloride and mannitol simulated salinity and drought stress. Plants, 10(5), 924.

Shahzad, B., Fahad, S., Tanveer, M., Saud, S. & Khan, I. A. (2019). Plant responses and tolerance to salt stress. In Approaches for enhancing abiotic stress tolerance in plants (pp. 61-78). CRC Press.

Shibli, R. A., Kushad, M., Yousef, G. G. & Lila, M. A. (2007). Physiological and biochemical responses of tomato micro shoots to induced salinity stress with associated ethylene accumulation. Plant Growth Regulation, 51, 159-169.

Su, X., Chu, Y., Li, H., Hou, Y., Zhang, B. & Huang, Q. (2011). Expression of multiple resistance genes enhances tolerance to environmental stressors in transgenic poplar (Populus × euramericana ’Guariento’). PLOS One, 6, e24614.

Sudhersan, C., Manuel, S. J. & Ashkanani, J. (2012). In vitro screening of potato cultivars for salinity tolerance. American-Eurasian Journal of Sustainable Agriculture, 6(4), 344-348.

Sudhir, P. & Murthy, S. D. S. (2004). Effects of salt stress on basic processes of photosynthesis. Photosynthetica, 42, 481-486.

Taiyun W. & Simko, V. (2017). R package "corrplot": Visualization of a Correlation Matrix (Version 0.84). https://github.com/taiyun/corrplot (accessed: May 2020).

Thomas, R. L., Sheard, R. W. & Moyer, J. R. (1967). Comparison of conventional and automated procedures for nitrogen, phosphorus, and potassium analysis of plant material using a single digestion. Agronomy Journal, 59, 240-243.

Wang, L., Liu, Y., Li, D., Feng, S., Yang, J., Zhang, J., Zhang, J., Wang, D. & Gan, Y. (2019). Improving salt tolerance in potato through overexpression of AtHKT1 gene. BMC Plant Biology, 19, 357.

Winicov, I. (1993). Gene expression in relation to salt tolerance. In: Basra, A.S. (Ed.) Stress-induced Gene Expression in Plants. Harwood Academic Publishers, Switzerland, pp. 61-130.

Zeng, Y., Li, L., Yang, R., Yi, X. & Zhang, B. (2015). Contribution and distribution of inorganic ions and organic compounds to the osmotic adjustment in Halostachys caspica response to salt stress. Scientific Reports, 5, 13639.

Zhao, C., Zhang, H., Song, C., Zhu, J. K. & Shabala, S. (2020). Mechanisms of Plant Responses and Adaptation to Soil Salinity. The Innovation, 1(1), 100017.

Zhu, J. K. (2003). Regulation of ion homeostasis under salt stress. Current Opinion in Plant Biology, 6(5), 441-445.