Effect of salicylic acid and brassinosteroid on physiological response and grain and oil yields of coriander (Coriandrum sativum L.) under water deficit

مقدمه

رشد و عملکرد گیاه تحت تأثیر تنش‌های زیستی و غیر زیستی قرار می‌‌گیرد. کمبود آب از مهم‌‌ترین تنش‌‌های غیر زیستی است که اثرات منفی بر رشد و عملکرد گیاهان دارد و تولید محصول در 25 درصد از اراضی زراعی جهان را محدود کرده است (FAO, 2019). اغلب اراضی ایران در مناطق‌‌ خشک و نیمه‌‌خشک قرار دارد (Azarakhshi et al., 2013). تنش کم‌‌آبی زمانی در گیاه رخ می‌‌دهد که مقدار تعرق از سطح برگ‌‌ها از ظرفیت ریشه برای جذب آب از خاک بیشتر شود و شرایط آب و هوایی موجب اتلاف مداوم آب به دلیل تعرق و تبخیر شود که نتیجه آن، رقابت بین گیاهان برای جذب آب از خاک است (Jaleel et al., 2009).

خشکی به‌عنوان یک تنش چندبعدی، اثرات گوناگونی بر گیاهان دارد و اغلب ویژگی‌‌های مورفولوژیکی و فرایندهای فیزیولوژیکی مرتبط با رشد و تولید عملکرد گیاه را تحت تأثیر قرار می‌‌دهد. واکنش گیاهان به تنش خشکی به‌شدت و مدت تنش، گونه گیاهی و مرحله رشد بستگی دارد (Wang et al., 2016). تحت شرایط تنش کم‌‌آبی، توسعه سلول محدود شده و یا متوقف می‌‌شود و درنتیجه رشد گیاه به تأخیر می‌‌افتد. در شرایط تنش خشکی طولانی‌مدت، بسیاری از گیاهان آب خود را از دست داده و از بین می‌‌روند (Lisar et al., 2012). تنش خشکی به بسته شدن روزنه‌‌ها، کاهش شدت تعرق، افت پتانسیل آب بافت‌های‌‌ گیاه، کاهش سرعت فتوسنتز و مهار رشد، سنتز پروتئین‌‌ها و mRNA جدید، تشکیل ترکیبات مهارکننده رادیکال‌‌های آزاد (مانند آسکوربات، گلوتاتیون و آلفا توکوفرول) و تجمع املاح، منجر می‌شود و بیان ژن‌‌های ویژه تنش را القا می‌‌کند (Lisar et al., 2012). کاهش معنی‌‌دار صفات مختلف رشدی مانند تعداد برگ و وزن تر و خشک بوته تحت تنش کمبود آب در گیاهان دارویی گشنیز (Nourzad et al., 2014) و شوید (Setayesh-mehr & Ganjali, 2013) گزارش‌شده است.

افزایش مقاومت گیاهان به تنش خشکی از روش‌‌های مختلف مانند به‌‌نژادی و کاربرد تنظیم‌‌کننده‌‌های رشد قابل انجام است. در مقایسه با شیوه‌‌های به‌‌نژادی که اغلب بلندمدت و هزینه‌‌بر هستند، استفاده از مواد شیمیایی مانند سالیسیلیک اسید و براسینواستروئید آسان و ارزان‌‌تر می‌‌باشد (Abaspour & Rezaei, 2014).

سالیسیلیک اسید یا اورتوهیدروکسی بنزوئیک اسید، یک ترکیب فنلی گیاهی و یک تنظیم‌کننده هورمونی است و در واکنش­های دفاعی برای مقابله با اثرات منفی تنش­های زیستی و محیطی نقش دارد. کاربرد سالیسیلات خارجی موجب افزایش مقاومت گیاهان نسبت به تنش خشکی و شوری می­شود (Tari et al., 2002). سالیسیلیک اسید موجب افزایش صفات رشدی مانند وزن خشک اندام هوایی و تعداد برگ در گیاهان دارویی مرزنجوش و ریحان تحت تنش خشکی شده است (El-Lateef-Gharib, 2006). سالیسیلات، اثرات کلیدی در گیاهان متأثر از تنش ازجمله اثر برجذب عناصر معدنی، پایداری غشا و روابط آبی، عملکرد روزنه­ها و بازدارندگی سنتز اتیلن و بهبود رشد دارد (Rahbarian & Salehi-Sardoei, 2014). سالیسیلیک اسید بسیاری از فرایندهای فیزیولوژیکی و رشد گیاهان را تنظیم و سبب سازگاری گیاهان به تنش­های محیطی می­شود. در مطالعه­ای، محلول­پاشی سالیسیلیک اسید با افزایش کلروفیل­های a و b در بادرشبو، موجب افزایش مقاومت به خشکی شده است (Abaspour & Rezaei, 2014).

براسینواستروئیدها اولین بار از دانه گرده کلزا استخراج و به‌عنوان ششمین گروه از تنظیم‌‌کننده‌‌های رشد گیاهی در نظر گرفته شدند (Krishna et al., 2017). این تنظیم‌‌کننده‌‌های رشد موجب تحریک رشد و تقسیم سلولی می‌شوند و بر خصوصیات الکتریکی، نفوذپذیری غشاء و پایداری و فعالیت آنزیم‌‌های غشاء تأثیر دارند. تاکنون 59 براسینواستروئید از گیاهان مختلف استخراج و ساختار و عملکرد آن‌‌ها شناسایی شده است (Yin et al., 2019). براسینواستروئیدها تحمل گیاهان به محدوده وسیعی از تنش‌‌های محیطی را افزایش می‌‌دهند. این افزایش اغلب به­دلیل تولید و رونویسی ژن‌‌های ضد تنش مانند پروتئین‌‌های شوک گرمایی به‌منظور بالا بردن تحمل به تنش در گیاهان تیمار شده با براسینواستروئید بوده است (Ahammed et al., 2014). باوجود این‌‌که پژوهش‌‌های بسیاری در زمینه تأثیر مثبت براسینواستروئید در بهبود تحمل گیاهان به تنش‌‌های شوری و دمای بالا انجام شده‌‌اند، ولی تحقیقات محدودی در زمینه اثربخشی کاربرد براسینواستروئید در کاهش اثرات تنش خشکی در گیاهان زراعی انجام شده است (Zafari et al., 2017).

گشنیز با نام علمی Coriandrum sativum L. گیاهی علفی و یک­ساله از تیره چتریان و با دوره رشد ۱۰۰ تا ۱۲۰ روز است که در بسیاری از کشورها به­عنوان گیاهی بهاره و در کشورهای حاشیه مدیترانه و جنوب شرقی آسیا به­صورت گیاهی پائیزه کشت می­شود. این گیاه گرمادوست است و در انواع خاک­ها می­روید. سرشاخه­های گشنیز به­صورت تازه در سالاد و سوپ و دانه آن در صنایع غذایی و به­عنوان چاشنی مصرف می­شود. اسانس گشنیز حاوی ۵۰ درصد لینالول^[1] است و در صنایع دارویی، آرایشی و بهداشتی به‌کار گرفته می­شود و روغن دانه آن در صنایع غذایی و دارویی کاربرد دارد (Omidbeigi, 2000). سابقه کشت این گیاه در ایران بسیار طولانی است و سطح زیر کشت آن دو هزار هکتار با تولید چهار هزار تن محصول است. در حدود ۵۰ تا ۶۰ درصد تولید سالیانه محصول گشنیز در ایران به استان همدان تعلق دارد که در اغلب اراضی تولید آن، مشکل دسترسی به آب وجود دارد (Sharififar et al., 2017).

با توجه به مشکلات کم‌‌آبی در کشور و کاربرد گسترده گشنیز در صنایع دارویی، آرایشی، بهداشتی و غذایی (Yeganehpoor et al., 2017)، این تحقیق به‌منظور بررسی اثرات محلول‌‌پاشی سالیسیلیک اسید و براسینواستروئید بر برخی از صفات فیزیولوژیکی مرتبط با تحمل به تنش خشکی، عملکرد دانه و نیز تولید روغن، به اجرا درآمد.

مواد و روش­ها

مشخصات محل اجرای آزمایش مزرعه­ای

این پژوهش در سال 1399 در مزرعه تحقیقاتی دانشگاه پیام نور اردبیل با ارتفاع 1350 متر از سطح دریای آزاد اجرا شد.  این منطقه دارای زمستان­های خیلی سرد و بهار و تابستان­های معتدل است. میانگین حداقل و حداکثر دمای سالانه در طی یک دوره 15 ساله به­ترتیب 9/7 و 5/20 درجه سانتی­گراد و میانگین بارش سالیانه حدود 400 میلی‌متر می­باشد (Azarakhshi et al., 2013).

خصوصیات خاک مزرعه

به­منظور بررسی وضعیت خاک قطعه زمین مورد نظر در مزرعه، نمونه خاکی از عمق صفر تا 30 سانتی­متری تهیه شد که نتایج حاصل از تجزیه خاک در جدول 1 درج شده است.

عملیات مزرعه­ای

شخم زمین محل اجرای آزمایش در پاییز سال 1398 صورت گرفت و عملیات تکمیلی تهیه زمین (دیسک) و کرت­بندی نیز در بهار سال 1399 انجام شد. هر واحد آزمایشی دارای هشت ردیف کاشت سه متری بود. فاصله بین ردیف­های کاشت 25 سانتی­متر و فاصله بوته­ها روی ردیف 10 سانتی­متر (تراکم 40 بوته در مترمربع) و فاصله دو کرت مجاور از هم یک متر و فاصله تکرارها از یکدیگر 5/1 متر در نظر گرفته شد. دو ردیف کناری و 50 سانتی­متر از ابتدا و انتهای هر کرت به‌عنوان حاشیه در نظر گرفته شد. بذر گشنیز مورد استفاده در این تحقیق از بخش گیاهان دارویی مرکز تحقیقات کشاورزی استان کرمانشاه تهیه شد که توده بومی و مورد کشت منطقه بود. بذرها در تاریخ 14 اردیبهشت‌ماه در شیارهایی به عمق دو تا سه سانتی­متر کشت شدند.

آزمایش به‌صورت کرت­های خردشده و بر پایه طرح بلوک کامل تصادفی با سه تکرار به اجرا درآمد. فواصل آبیاری (₁I، ₂I، ₃I و ₄I: به‌ترتیب آبیاری پس از 70، 100، 130 و 160 میلی­متر تبخیر از تشتک کلاس A) به‌عنوان عامل اصلی (سطح آبیاری ₁I به­عنوان آبیاری مطلوب (بدون تنش کمبود آب) و سایر سطوح آبیاری به­عنوان تیمارهای تنش کمبود آب در نظر گرفته شدند) (Rahimi & Kafi, 2009) و محلول­پاشی با سالیسیلیک اسید یک میلی­مولار (Ghassemi-Golezani et al. 2018) و براسینواستروئید یک میکرومولار (Hemmati et al. 2018) و شاهد (محلول­پاشی با آب) به‌عنوان عامل فرعی در نظر گرفته شدند. پس از استقرار کامل گیاهچه­ها (مرحله پنج برگی گیاه)، بوته­ها تنک شدند و پس ‌از آن، آبیاری­ها بر اساس تیمارهای مورد نظر و میزان تبخیر از تشتک صورت گرفت. محلول­پاشی در دو نوبت (پنج برگی و گل­دهی کامل به­منظور اطمینان از اثربخشی کامل تیمار محلول­پاشی سالیسیلیک اسید و براسینواستروئید (Ghassemi-Golezani et al. 2018)) و هر بار صبح زود و قبل از طلوع آفتاب و در زمان­هایی که وزش باد وجود نداشت، با سم­پاش دستی انجام گرفت. وجین علف­های‌هرز همه کرت­های آزمایشی به­­صورت دستی و در چندین نوبت انجام شد. برداشت گشنیز در نیمه دوم مردادماه سال 1399 (19 مردادماه)، زمانی که چترهای اصلی کاملاً رسیده بودند و رنگ آن­ها به زرد تغییریافته بود، صورت گرفت.

جدول 1- نتایج تجزیه فیزیکی و شیمیایی خاک مزرعه محل انجام آزمایش

Table 1. Physiochemical analysis of the experiment site soil

صفات موردبررسی

پرولین

برای استخراج پرولین برگ از روشBates et al.  (1973) استفاده شد. غلظت پرولین در هر نمونه بر اساس جذب و غلظت­های معین موجود در منحنی استاندارد بر اساس میلی­گرم در گرم وزن تر محاسبه شد.

کلروفیل­های a و b و کاروتنوئید

برای اندازه­گیری کلروفیل­های a و b و کاروتنوئید، مقدار جذب عصاره­های استخراجی در طول‌موج‌های 663، 646 و 470 نانومتر (A) توسط اسپکتروفتومتر (مدل SPEKOL 1500) قرائت شد و در نهایت با استفاده از فرمول­های زیر، محتوای کلروفیل­های a و b و کاروتنوئیدها (مجموع گزانتوفیل و کاروتن­ها) محاسبه شد (Lichtenthaler & Buschmann, 2001).

Ch_a = 12.21 (A₆₆₃) - 2.81 (A₆₄₆)

Ch_b = 20.13 (A₆₄₆) - 5.03 (A₆₆₃)

Car _(x+c) = [1000 (A₄₇₀) - 3.27 (Ch_a) - 104 (Ch_b)] / 229

سنجش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان برگ

یک گرم از بافت برگی در هاون چینی با نیتروژن مایع پودر و سپس با 10 میلی­لیتر بافر فسفات سدیم با غلظت 50 میلی­مولار و pH برابر 8/6 استخراج شد و مخلوط حاصل به مدت 20 دقیقه با 12000 دور در دقیقه در دمای چهار درجه سانتی­گراد سانتریفیوژ شد. از رو شناور حاصل برای سنجش آنزیم­ها استفاده شد (Bradford, 1976).

کاتالاز

محلول واکنش حاوی بافر فسفات 50 میلی­مولار (7=pH)، ₂O₂H 10 میلی­مولار و 100 میکرولیتر عصاره آنزیمی بود. تجزیه آب ‌اکسیژنه با کاهش جذب طی مدت 70 ثانیه در طول‌موج 240 نانومتر پیگیری و به ازای هر میلی­گرم پروتئین در عصاره آنزیمی بیان شد (Chance & Maechly, 1995).

پراکسیداز

فعالیت پراکسیداز با استفاده از آزمون گایاکول سنجش شد. تغییرات جذب در طول‌موج 470 نانومتر به مدت 90 ثانیه توسط دستگاه اسپکتروفتومتر ثبت شد و واحد فعالیت آنزیم با استفاده از ضریب خاموشی تتراگایاکول (mM^-1cm^-1 6/26) برحسب واحد mmol tetra guaicol mg^-1 protein min^-1 محاسبه شد (Chance & Maechly, 1995).

آسکوربات پراکسیداز

فعالیت آنزیم با استفاده از ضریب خاموشی آسکوربیک اسید (mM^-1cm^-1 8/2) برحسب mmol ascorbic acid mg^-1 protein min^-1 محاسبه شد (Nakano & Asada, 1981).

پلی­فنل اکسیداز

برای سنجش فعالیت آنزیم پلی­فنل اکسیداز از روش Kar & Mishra (1976) استفاده شد.

قندهای محلول

میزان قندهای محلول گیاه با استفاده از روش فنل سولفوریک اسید (Kochert, 1978) اندازه­گیری شد.

آنتوسیانین

برای سنجش آنتوسیانین از روش Wagner (1979) استفاده شد.

عملکرد دانه

برای تعیین عملکرد دانه در واحد سطح، بوته­های موجود در یک متر مربع از خطوط میانی هر کرت به روش دستی، کف بر و برداشت شدند و پس از خشک شدن در سایه و هوای آزاد، در گونی­هایی کوبیده شدند تا دانه آن­ها جدا شود. درصد رطوبت دانه­ها در زمان اندازه­گیری در حدود 14 درصد بود.

درصد و عملکرد روغن

تعیین درصد روغن گشنیز با روش انجمن AOAC (1990)[2] و با استفاده از دستگاه سوکسله انجام شد. عملکرد روغن نیز از حاصل­ضرب درصد روغن در عملکرد دانه به دست آمد.

تجزیه­های آماری

پیش از تجزیه واریانس، آزمون نرمال بودن و یکنواختی واریانس خطای داده­ها با آزمون کولموگروف - اسمیرنوف انجام گرفت (Palliotti et al., 2011) تا در صورت نیاز، تبدیل داده مناسب صورت گیرد. از نرم­افزار MSTAT-C و 21SPSS Ver. برای انجام تجزیه­های آماری استفاده شد. میانگین داده­ها با استفاده از نرم­افزار MSTAT-C و بر اساس آزمون چند دامنه­ای دانکن در سطح احتمال خطای پنج درصد مقایسه شد.

نتایج و بحث

غلظت پرولین برگ

بر اساس نتایج جدول 2، اثر سطوح آبیاری و محلول­پاشی و نیز اثر متقابل آبیاری × محلول­پاشی بر غلظت پرولین برگ گشنیز معنی­دار بودند. تنش متوسط (₃I) و شدید خشکی (₄I) موجب افزایش معنی­دار محتوای پرولین برگ شد. بیشترین محتوای پرولین برگ از سطح آبیاری ₄I و تیمار محلول­پاشی با سالیسیلیک اسید به‌دست آمد. محلول­پاشی با سالیسیلیک اسید و براسینواستروئید در تیمار آبیاری مطلوب (₁I) و تنش ملایم خشکی (₂I) اثری بر محتوای پرولین برگ نداشت، ولی اثر این تنظیم­کننده­های رشد و به­ویژه سالیسیلیک اسید در افزایش محتوای پرولین برگ در تیمارهای آبیاری ₃I و ₄I معنی­دار بود (شکل 1).

Wang et al  (2016) عنوان کردند که تجمع پرولین، پاسخ متابولیکی گیاهان عالی به کمبود آب است. غلظت­های بالای پرولین تحت تنش خشکی برای گیاهان مفید هست، زیرا پرولین در پتانسیل اسمزی و در نتیجه تنظیم اسمزی برگ شرکت می­کند. افزایش تجمع پرولین تحت تنش خشکی، ناشی از افزایش فعالیت آنزیم پرولین­سنتتاز یا کاهش اکسیداسیون گلوتامات و یا کاهش دخالت آن در سنتز پروتئین است (Seki et al., 2007). در ریحان نیز با افزایش غلظت اسید سالیسیلیک، میزان پرولین افزایش معنی­داری نسبت به شاهد داشته است (Ramrodi & Khamr, 2013). Yeganehpoor et al  (2017) نیز گزارش کردند که کاربرد سالیسیلیک اسید موجب افزایش محتوای پرولین برگ گشنیز تحت شرایط آبیاری مطلوب و محدود شد که این واکنش فیزیولوژیکی را یکی از مکانیزم­های افزایش مقاومت به تنش خشکی در این گیاه عنوان کردند. Hemmati et al (2018) گزارش کردند که کاربرد براسینواستروئید از طریق افزایش پرولین و نیز محتوای آب برگ سبب بهبود مقاومت همیشه‌بهار به تنش خشکی و افزایش عملکرد شده است. افزایش پرولین از طریق تنظیم بیان ژن‌های تولیدکننده آن از اثرات بارز سالیسیلیک اسید تحت تنش خشکی گزارش شده است (Ghasemzadeh & Jaafar, 2012). کاربرد خارجی براسینواستروئید تجمع پرولین را با تنظیم رونویسی ژن و ترجمه بهبود می­بخشد (Gruszka, 2020).

جدول 2- تجزیه واریانس برخی صفات فیزیولوژیکی گشنیز تحت سطوح مختلف آبیاری و محلول­پاشی تنظیم­کننده­های رشد

Table 2. Variance analysis of some physiological traits of coriander affected by drought stress and growth regulators

^* و ^**: به­ترتیب معنی­دار در سطح احتمال پنج و یک درصد.

* and **: Significant at 5% and 1% of probability levels, respectively.

شکل 1- محتوای پرولین برگ گشنیز تحت سطوح مختلف آبیاری در واکنش به تنظیم­کننده­های رشد

Figure 1. Proline content of coriander leaves affected by different irrigation intervals in response to growth regulators

محتوای کاروتنوئید برگ

اثر آبیاری بر محتوای کاروتنوئید برگ گشنیز معنی­دار بود. اثر محلول­پاشی و اثر متقابل این تیمارها برای این صفت معنی­دار نشد (جدول 2). تشدید کم­آبی به افزایش میانگین محتوای کاروتنوئید برگ گشنیز منجر شد. محتوای کاروتنوئید برگ در تیمارهای آبیاری ₃I و ₄I به­طور معنی­داری بیشتر از سایر فواصل آبیاری بود و محتوای کاروتنوئید برگ تحت تیمارهای آبیاری ₁I و ₂I مشابه بود (جدول 3).

تنش کم­آبی می­تواند موجب ایجاد تنش اکسیداتیو شود (Chaves & Oliveira, 2004) که این فرایند نقش ویژه­ای در تخریب سامانه فتوسنتزی، تخریب غشای سلولی و کلروپلاستی و کاهش توانایی فتوسنتز ایفا می­کند (Belin et al., 2010). در این راستا، گیاهان قادرند با تولید ترکیبات آنتی‌اکسیدان مانند کاروتنوئیدها از ساختارهای سلولی خود در برابر رادیکال­های آزاد تولیدشده در شرایط تنش محافظت کنند (Bettaieb et al., 2011). نقش کاروتنوئیدها در دفاع آنتی‌اکسیدانی بسیار مهم است. گونه­های گیاهی برخوردار از محتوای کاروتنوئیدی بالاتر، در تنش اکسیداتیو ناشی از تنش کم­آبی، دفاع مؤثرتری دارند و تحمل بهتری در برابر تنش خشکی نشان می­دهند (Gitelson et al., 2002).

جدول 3- میانگین صفات فیزیولوژیکی و عملکرد دانه و روغن گشنیز تحت تیمارهای مختلف آبیاری و هورمونی

Table 3. Means of physiological traits, grain and oil yields of coriander affectd by irrigation levels and hormone

میانگین­های دارای حروف مشترک در هر ستون، اختلاف معنی­داری با هم در سطح احتمال پنج درصد بر اساس آزمون چند دامنه­ای دانکن ندارند. I₁، I₂، I₃ و I₄: به­ترتیب آبیاری پس از 70، 100، 130 و 160 میلی­متر تبخیر از تشتک کلاس A.

Different letters in the same column indicate significant difference at P ≤ 0.05 (Duncan multiple range test). I₁, I₂, I₃, I₄: irrigation after 70, 100, 130 and 160 mm evaporation, respectively.

کلروفیل­های a و b

بر اساس جدول 2، اثر آبیاری بر محتوای کلروفیل­های a و b معنی­دار بود. محتوای کلروفیل a به­طور معنی­داری تحت تأثیر تیمار محلول­پاشی قرار گرفت و با کاهش آب قابل‌دسترس برای گیاه، محتوای کلروفیل­های a و b برگ گشنیز کاهش یافت. میانگین این صفات در سطوح اول (₁I) و دوم (₂I) آبیاری بیشتر از سایر تیمارهای آبیاری بود که از این نظر بین تیمارهای آبیاری ₁I و ₂I تفاوت معنی­داری مشاهده نشد (جدول 3). محلول­پاشی با سالیسیلیک اسید، محتوای کلروفیل a را نسبت به شاهد 5/11 درصد افزایش داد (جدول 3). یکی از عوامل کاهش کلروفیل، رقابت آنزیم گلوتامیل کیناز (آنزیم کاتالیزکننده پرولین) و آنزیم گلوتامات لیگاز (اولین آنزیم مسیر بیوسنتز کلروفیل) در شرایط تنش خشکی است (Hafeez et al., 2013). به دلیل این­که در گشنیز تجمع پرولین، مکانیزم دفاعی مهمی تحت تیمارهای آبیاری محدود بوده است (جدول 3)، پیش­ماده گلوتامات در بیوسنتز کلروفیل با محدودیت مواجه شده است. کاهش کلروفیل ناشی از تنش خشکی، استفاده از تابش نور را پایین می­آورد؛ به دلیل این­که جذب انرژی مازاد توسط دستگاه فتوسنتزی، اغلب تولید گونه­های فعال اکسیژن را تحریک می­کند که این وضعیت با تخریب رنگیزه­های جذب‌کننده نور تا حدودی قابل‌کنترل است (Mafakheri et al., 2010). کاهش میزان کلروفیل در گشنیز تحت تنش خشکی با سایر یافته­ها در این گیاه (Yeganehpoor et al., 2017) مطابقت دارد. افزایش محتوای کلروفیل a برگ گشنیز با مصرف سالیسیلیک اسید نیز به دلیل اثرات مثبت این هورمون بر متابولیسم، بیوسنتز، فعالیت­های اکسیداتیو و فعالیت­های بیولوژیکی نظیر رشد و نمو، فتوسنتز، جذب و انتقال یون­ها، تغییر فعالیت برخی آنزیم­های مهم و ساختار کلروپلاست است (Nematollahi et al., 2012). محلول­پاشی اسید سالیسیلیک در ارقام زراعی آویشن نیز محتوای کلروفیل برگ را تحت شرایط تنش خشکی افزایش داده و خسارت ناشی از خشکی را کاهش داده است (Mohammadi et al., 2019).

فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان

تجزیه واریانس داده­ها نشان می­دهد که فعالیت آنزیم­های کاتالاز، پراکسیداز، آسکوربات پراکسیداز و پلی­فنل­اکسیداز برگ­های گشنیز به­طور معنی­داری تحت تأثیر آبیاری و محلول­پاشی هورمونی قرار گرفتند. اثر متقابل آبیاری × محلول­پاشی بر فعالیت آنزیم کاتالاز معنی­دار بود (جدول 2) و با افزایش تنش کم­آبی، فعالیت آنزیم­های پراکسیداز، آسکوربات پراکسیداز و پلی­فنل­اکسیداز افزایش یافت. کاربرد سالیسیلیک اسید و به­ویژه براسینواستروئید به­طور معنی­داری فعالیت این آنزیم­ها را افزایش داد (جدول 3). محلول­پاشی سالیسیلیک اسید و به­ویژه براسینواستروئید در سطوح مختلف آبیاری، منجر به بهبود فعالیت آنزیم کاتالاز شد، ولی این اثر تحت سطوح تنش متوسط و شدید خشکی بارزتر بود. بر این اساس، بیشترین فعالیت آنزیم کاتالاز (unit mg protein⁻¹ min⁻¹ 86/2) تحت تیمار آبیاری ₄I با محلول­پاشی براسینواستروئید حاصل شد (شکل 2). تنش خشکی مانند سایر تنش­های محیطی موجب تجمع گونه­های فعال اکسیژن در سلول می­شود. گیاهان برای مقابله با تنش اکسیداتیو ایجادشده، دارای سیستم دفاعی کارآمد شامل آنزیم­های آنتی­اکسیدان هستند که این آنزیم­ها از غشاها، پروتئین­ها و ماکرومولکول­ها در مقابل خسارت­های گونه­های فعال اکسیژن محافظت می­کنند و موجب مقاومت و پایداری گیاهان در برابر تنش­های محیطی مانند خشکی می­شوند (Ghassemi-Golezani et al., 2018)؛ بنابراین، ظرفیت آنتی­اکسیدانی گیاهان با تحمّل تنش رابطه مستقیم دارد (Mittler, 2002). Ghassemi-Golezani et al (2018) نیز افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان مانند آسکوربات­پراکسیداز را تحت تنش گزارش کردند. بسیاری از پژوهشگران افزایش فعالیت آنزیم پراکسیداز را به‌عنوان یک عامل کلیدی برای حفاظت گیاهان در مواجهه با تنش­های محیطی عنوان نموده­اند (Ghassemi-Golezani et al., 2018)، زیرا پراکسیداز موجب حذف پراکسیدهیدروژن در کلروپلاست می‌شود و از اثرات مخرب آن بر فتوسنتز و کلروپلاست جلوگیری می­کند (Shen et al., 1997). سالیسیلیک اسید یک مولکول پیام­رسان مهم در شرایط تنش­های محیطی است و فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان مستقیم یا غیرمستقیم توسط آن سازمان‌دهی می­شود. سالیسیلیک اسید موجب افزایش فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان می‌شود و از این طریق صدمات اکسیداتیو در گیاه را کاهش می­دهد (Senaratna et al., 2000). افزایش سرعت فتوسنتز از طریق تنظیم تولید ابسیزیک اسید و بهبود سیستم آنتی‌اکسیدانی آنزیمی و غیر آنزیمی ازجمله تنظیم بیان ژن‌های تولیدکننده آنزیم‌های کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز و آسکوربات پراکسیداز از اثرات بارز براسینواستروئیدها تحت تنش خشکی گزارش‌شده است (Fariduddin et al., 2009).

شکل 2- تغییرات فعالیت آنزیم کاتلاز تحت تاثیر سطوح مختلف آبیاری در واکنش به تنظیم­کننده­های رشد

Figure 2. Changes in catalase enzyme activity affectd by different irrigation intervals in response to growth regulators

محتوای قند و آنتوسیانین

اثر آبیاری و محلول­پاشی هورمونی بر محتوای قندهای محلول و آنتوسیانین معنی­دار شد، ولی اثر متقابل آبیاری × هورمون معنی­دار نشد (جدول 4). با افزایش شدت تنش، محتوای قندهای محلول و آنتوسیانین افزایش یافت. محلول­پاشی هورمونی سبب افزایش معنی­دار این صفات شد. بیشترین مقدار قندهای محلول و آنتوسیانین به تیمار سالیسیلیک اسید اختصاص داشت و از نظر آماری، محتوای قندهای محلول برای تیمار سالیسیلیک اسید و براسینواستروئید مشابه بود (جدول 3).

Rechinger (1982) عنوان نمود که قندهای محلول در تمام بافت­های گیاهان تحت شرایط نامساعد محیطی تجمع می­یابد که میزان تجمع آن­ها در برگ­ها بیش از سایر اندام­ها است. تجمع قندهای محلول در گیاهان تحت تنش با نقش آن­ها در تنظیم اسمزی و حفظ آماس سلولی و همچنین با پایدار کردن غشاهای سلولی و پروتئین­ها در ارتباط است (Mundree et al., 2002). محتوای قند محلول بالاتر گیاهان محلول­پاشی شده با سالیسیلیک ­اسید، به دلیل دارا بودن محتوای کلروفیل بیشتر (جدول 3) و در نتیجه فتوسنتز بالاتر است. Khodary (2004) عنوان نمود که سالیسیلیک اسید به دلیل حفظ مقدار رنگیزه­های فتوسنتزی و احتمالا ساختار و فعالیت آنزیم روبیسکو، سبب افزایش مقدار قندها در شرایط تنش می­شود. به نظر می­رسد که سالیسیلیک اسید از طریق فعال کردن سوخت‌وساز قندهای محلول، سبب تشکیل ترکیبات جدید سلولی به‌عنوان مکانیسمی برای تحریک رشد گیاهان می­شود. همچنین ممکن است از یک‌سو سیستم آنزیمی پلی­ساکارید-هیدرولیز و از سوی دیگر سرعت تبدیل قندهای محلول به پلی­ساکاریدها را برای حفظ قندهای محلول در شرایط تنش محدود ­کند (Khodary, 2004). افزایش قندهای محلول در گندم پس از محلول­پاشی سالیسیلیک اسید در شرایط تنش و بدون تنش گزارش‌شده است (El-Tayeb & Ahmad, 2010).

جدول 4- تجزیه واریانس برخی صفات فیزیولوژیکی، عملکرد دانه و روغن گشنیز تحت سطوح مختلف آبیاری و محلول­پاشی تنظیم­کننده­های رشد

Table 4. Variance analysis of some physiological traits of coriander affected by drought stress and growth regulators

^* و ^**: به­ترتیب معنی­دار در سطح احتمال پنج و یک درصد.

* به دلیل بیشتر بودن خطای فرعی از اصلی در نتایج تجزیه واریانس داده­ها برای اکثر صفات موردبررسی از ادغام خطای اصلی و فرعی (pooling) به‌منظور افزایش درجه آزادی خطا و قدرت آزمون استفاده شد و معنی­داری تیمارها برای صفات بر اساس خطای جدید حاصل از ادغام خطای اصلی و فرعی سنجیده شد.

* and **: Significant at 5% and 1% of probability levels, respectively.

Since the minor error was more than the main one in the results of the data variance analysis, pooling of the main and minor error (pooling) of the most of the examined traits was used to increase the degree of freedom of the error and the power of the test, and the significance of the treatments for the traits was measured based on the new error derived from the main and minor errors integration.

کاربرد براسینواستروئید با افزایش میزان اسمولیت­هایی مانند پرولین و قندهای محلول، سبب افزایش ویژگی اسمزی برگ و افزایش مقاومت به خشکی می‌شود (Nawaz et al., 2017). افزایش محتوای قندهای محلول بر اثر کاربرد براسینواستروئید تحت تنش خشکی در رازیانه نیز گزارش‌شده است (Parmoon et al., 2019). تنش کم­آبی، تولید آنتوسیانین را افزایش داد، به‌طوری‌که کمترین مقدار آن در شرایط بدون تنش مشاهده شد (جدول 3). افزایش محتوای آنتوسیانین در شرایط تنش توسط Palliotti et al. (2011) نیز گزارش‌شده است. آنتوسیانین­ها مهم­ترین گروه از رنگیزه­های محلول در گیاهان هستند که اثرات مفیدی به­عنوان یک آنتی‌اکسیدان دارند. افزایش محتوای آنتوسیانین با تشدید تنش (جدول 3) حاکی از آن است که گشنیز نسبت به افزایش تنش، تحمل نشان می­دهد. استفاده از سالیسیلیک اسید در مسیر بیوسنتز آنتوسیانین اثر می­گذارد (Chae et al., 2003) و این رنگیزه را افزایش می­دهد (جدول 3). در زنجبیل نیز سالیسیلیک اسید باعث القای سنتز آنتوسیانین می­شود (Ghasemzadeh & Jaafar, 2012). کاربرد براسینواستروئید به­طور قابل‌توجهی فعالیت [3]PAL (فنیل­آلانین آمونیالیاز) را بهبود می­بخشد و سبب افزایش تولید آنتوسیانین می­شود (Yuan et al., 2015). Vergara et al (2020) نیز گزارش نمودند که براسینواستروئید فعالیت PAL را به‌عنوان یک آنزیم کلیدی در بیوسنتز آنتوسیانین افزایش می­دهد.

عملکرد دانه

بر اساس جدول 4، بین سطوح آبیاری و محلول­پاشی از نظر محصول دانه اختلاف معنی­داری وجود داشت و اثر متقابل آبیاری × محلول­پاشی برای محصول دانه گشنیز معنی‌دار نبود. تحت تنش کم­آبی ملایم (₂I)، متوسط (₃I) و شدید (₄I)، محصول دانه به­ترتیب 1/27، 4/62 و 1/75 درصد کمتر از آبیاری مطلوب (₁I) بود (جدول 3). کاربرد هر دو تنظیم‌کننده رشد، سبب بهبود عملکرد دانه گشنیز شد، اما محلول­پاشی با سالیسیلیک اسید، بیشترین محصول دانه را تولید کرد که نسبت به شاهد، این صفت را 1/18 درصد افزایش داد. بین سطوح محلول­پاشی با سالیسیلیک اسید و براسینواستروئید تفاوت معنی­داری ازنظر آماری مشاهده شد (جدول 3). در شرایط کم­آبی، روزنه­های گیاه نیمه بسته یا بسته می­شوند که این امر موجب کاهش جذب ₂CO می­شود. از طرفی گیاه برای جذب آب، انرژی زیادی مصرف می­کند و تحت تنش، تعداد برگ خود را کاهش می­دهد که این امر به کاهش تولید مواد فتوسنتزی و درنتیجه افت انتقال مواد به دانه­ها منجر می­شود (Belin et al., 2010) که نتیجه آن کاهش محصول دانه (جدول 3) است. افت محصول دانه با افزایش فواصل آبیاری در گیاهان دارویی بادرشبو (Abaspour & Rezaei, 2014) و زیره سیاه (Laribi et al., 2009) نیز گزارش‌شده است. اثر مفید سالیسیلیک اسید بر عملکرد دانه ممکن است با انتقال بیشتر مواد پرورده به دانه­ها در طی پر شدن مرتبط باشد. این یافته با نتایج Ghassemi-Golezani et al.  (2018) مرتبط است. آن­ها گزارش نمودند که استفاده از سالیسیلیک اسید در زنیان، وزن هزار دانه را نسبت به تیمار شاهد به­طور معنی­داری افزایش داده است. Wu et al (2008) گزارش کردند که کاربرد براسینواستروئید با افزایش سرعت فتوسنتز، میانگین تعداد دانه در بوته و وزن هزار دانه، موجب بهبود عملکرد دانه برنج شده است.

درصد روغن دانه

 درصد روغن دانه گشنیز به­طور معنی­داری تحت تأثیر سطوح آبیاری قرار گرفت (جدول 4) و بین سطوح مختلف تیمار محلول­پاشی از این نظر اختلاف معنی­داری مشاهده نشد. اثر متقابل آبیاری × محلول­پاشی بر این صفت غیر معنی‌دار بود. درصد روغن دانه گشنیز با افزایش فواصل آبیاری تا تنش ملایم (₂I) افزایش یافت، ولی تحت تنش متوسط (₃I) و شدید خشکی (₄I) افت پیدا کرد (جدول 3). میانگین درصد روغن دانه گشنیز در این بررسی نه تا 13 درصد بود (جدول 3). تحت تنش خشکی، دوره پر شدن دانه کاهش می­یابد و در نتیجه از مقدار انتقال فراورده­های فتوسنتزی به دانه کاسته می­شود. به­دلیل همبستگی منفی که بین درصد روغن و پروتئین دانه وجود دارد، با افزایش درصد پروتئین دانه تحت شرایط کمبود آب، از میزان روغن دانه کاسته می­شود. از آن‌جا که در شرایط تنش، به دلیل کاهش فتوسنتز خالص و کاهش انتقال مواد فتوسنتزی به دانه­ها، از وزن دانه کاسته می­شود و نسبت پروتئین دانه به روغن افزایش می­یابد، در نتیجه درصد روغن دانه کاهش پیدا می­کند (Fanaei et al., 2015). کاهش درصد روغن دانه با تشدید کم­آبی در گلرنگ (Fanaei et al., 2015) نیز گزارش‌شده است.

عملکرد روغن دانه

بین سطوح آبیاری و محلول­پاشی ازنظر عملکرد روغن در واحد سطح اختلاف معنی­داری وجود داشت. اثر متقابل آبیاری × محلول­پاشی برای عملکرد روغن غیرمعنی­دار بود (جدول 4). بیشترین عملکرد روغن دانه گشنیز (4/75 کیلوگرم در هکتار) از دانه گیاهان آبیاری شده با فواصل 70 میلی­متر تبخیر (₁I) به­دست آمد و با تشدید کم­آبی، میانگین عملکرد روغن گشنیز کاهش نشان داد، به‌طوری‌که تحت تیمار آبیاری ₄I به 8/15 کیلوگرم در هکتار رسید (جدول 3). کاربرد هر دو تنظیم‌کننده رشد سبب بهبود محصول روغن دانه در واحد سطح شد، اما بیشترین محصول روغن از تیمار محلول­پاشی با سالیسیلیک اسید به‌دست آمد که نسبت به شاهد 4/22 درصد افزایش نشان داد. بین سطوح محلول­پاشی با سالیسیلیک اسید و براسینواستروئید تفاوت معنی­داری ازنظر آماری مشاهده شد (جدول 3).

محصول روغن دانه، تابعی از درصد روغن و عملکرد دانه هست. در این پژوهش، درصد روغن دانه و عملکرد دانه تحت تنش خشکی افت پیدا کردند و در نتیجه محصول روغن کاهش یافت. چون عملکرد روغن از حاصل­ضرب درصد روغن در عملکرد دانه به دست می­آید، به دلیل این­که کاربرد سالیسیلیک اسید و براسینواستروئید موجب افزایش محصول دانه شده بود (جدول 3)، محلول­پاشی با سالیسیلیک اسید و براسینواستروئید سبب افزایش عملکرد روغن در واحد سطح شد. Shubhra et al (2004) دریافتند که محصول دانه و روغن در همیشه‌بهار در شرایط تنش خشکی به‌شدت کاهش‌یافته است. به گزارش Yeganehpoor et al. (2017) تنش خشکی به دلیل کاهش میزان آب خاک و فعال نمودن فرایندهای مختلف در گیاه که با مصرف انرژی همراه می­باشد، بر صفات کیفی گشنیز اثر گذاشته است و سبب کاهش عملکرد روغن این گیاه شده است.

نتایج تحقیقSibi et al.  (2012) نیز مؤید افزایش درصد روغن در دانه گلرنگ با مصرف سالیسیلیک اسید می­باشد. این‌چنین به نظر می­رسد که در گیاهانی که بذرشان با سالیسیلیک اسید پیش­تیمار شده باشند، افزایش سطح برگ و استفاده بهینه از تابش­های خورشیدی و افزایش سرعت فتوسنتز خالص ناشی از مصرف سالیسیلیک اسید (Yeganehpoor et al., 2017) باعث افزایش عملکرد دانه، درصد روغن و شاخص برداشت دانه و روغن در گشنیز شده است. افزایش بیان ژن‌‌های مسئول در بیوسنتز اسیدهای چرب روغن دانه و نیز عملکرد دانه، از دلایل اصلی افزایش عملکرد روغن دانه براثر کاربرد براسینواستروئید گزارش‌شده است (Yin et al., 2019).

نتیجه ­گیری کلی

بر اساس نتایج به‌دست‌آمده از این تحقیق، محلول­پاشی سالیسیلیک اسید و براسینواستروئید با افزایش غلظت پرولین، محتوای کلروفیل a برگ، فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان کاتالاز، پراکسیداز، آسکوربات پراکسیداز و پلی­فنل اکسیداز و محتوای قندهای محلول و آنتوسیانین، در رفع اثرات منفی تنش کم­آبی نقش دارد و کاربرد این تنظیم‌کننده‌های رشد به­طور مؤثری موجب بهبود فعالیت آنزیم­های آنتی­اکسیدان و نیز عملکرد دانه و روغن گشنیز شد. می­توان اظهار داشت که گشنیز گیاهی حساس به کم­آبی است و افزایش فواصل آبیاری، رشد، عملکرد دانه (1/75 درصد) و تولید روغن (9/78 درصد) این گیاه دارویی را محدود ساخته است. محلول­پاشی سالیسیلیک اسید در اغلب صفات مورد بررسی به ویژه محصول دانه، مزیت معنی­ داری (6/18 درصد) نسبت به براسینواستروئید نشان داد؛ بنابراین کاربرد سالیسیلیک اسید را می­توان به‌عنوان تیمار مناسب برای بهبود تولید دانه و روغن گشنیز معرفی نمود.

REFERENCES

1. Abaspour, H. & Rezaei, H. (2014). Effects of salicylic acid and jasmonic acid on hill reaction and photosynthetic pigment (Dracocephalum moldavica ) in different levels of drought stress. International Journal of Advanced Biological and Biomedical Research, 2, 2850-2859.
2. Ahammed, G., Xia, X., Li, X., Shi, K., Yu, J. & Zhou, Y. (2014). Role of brassinosteroid in plant adaptation to abiotic stresses and its interplay with other hormones. Current Protein & Peptide Science, 16(5), 462-473.
3. (1990). Fatty acids in oil and fats. In: K. Helrich (Ed), Official methods of analysis. 15^th edition, (pp. 963-964.) USA.
4. Azarakhshi, M., Farzadmehr, L., Eslah, M. & Sahabi, H. (2013). An investigation on trends of annual and seasonal rainfall and temperature in different climatologically regions of Iran. Journal of Range Water Management, 66, 1-16. (In Persian)
5. Bates, L. S., Waldren, R. P. & Teare, I. D. (1973). Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant and Soil, 39, 205-207.
6. Belin, C., Thomine, S. & Schroeder, J. I. (2010). Water balance and the regulation of stomatal movements. In: A. Pareek, S. K. Sopory, H. J. Bohnert (Ed), Abiotic stress adaptation in plants. (pp. 283-305.) Springer, Dordrecht, Netherlands,
7. Bettaieb, I., Hamrouni-Sellami, I., Bourgou, S., Limam, F. & Marzouk, B. (2011). Drought effects on polyphenol composition and antioxidant activities in aerial parts of Salvia officinalis Acta Physiologiae Plantarum, 33, 1103-1111.
8. Bradford, M. M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Annual Biochemistry, 72, 248-254.
9. Chae, H. S., Faure, F. & Kieber, J. J. (2003). The eto1, eto2, and eto3 mutations and cytokinin treatment increase ethylene biosynthesis in Arabidopsis by increasing the stability of ACS protein. Plant and Cell, 15, 545-559.
10. Chance, B. & Maechly, A. C. (1995). Assay of catalases and peroxidase. Methods in Enzyme, 2, 764-775.
11. Chaves, M. M. & Oliveira, M. M. (2004). Mechanisms underlying plant resilience to water deficits: Prospects for water-saving agriculture. Journal of Experimental Botany, 55, 2365-2384.
12. El-Lateef-Gharib, F. (2006). Effect of salicylic acid on the growth, metabolic activities and oil content of basil and marjoram. International Journal of Agriculture and Biology, 8(4), 485-492.
13. El-Tayeb, M. A. & Ahmed, N. L. (2010). Response of wheat cultivars to drought and salicylic acid. American-Eurasian Journal of Agronomy, 3, 1-7.
14. Fanaei, H., Keikha, H. & Piri, I. (2015). Effect of seed priming on grain and oil yield of safflower under water deficit conditions. Iranian Journal of Seed Science and Research, 2(2), 49-59. (In Persian)
15. (2019). Agricultural production statistics. Available online at: http://faostat3.fao.org/compare/E.
16. Fariduddin, Q., Khanam, S., Hasan, S. A., Ali, B., Hayat, S. & Ahmad, A. (2009). Effect of 28-homobrassinolide on drought stress induced changes in photosynthesis and antioxidant system of Brassica juncea Acta Physiologiae Plantarum, 31, 889-897.
17. Ghasemzadeh, A. & Jaafar, H. Z. (2012). Effect of salicylic acid application on biochemical changes in ginger (Zingiber officinale Roscoe). Journal of Medicinal Plant Research, 6, 790-79
18. Ghasemzadeh, A., Talei, D., Jaafar, H. Z. E., Juraimi, A. S., Muda-Mohamed, M. T., Puteh, A. & Halim, M. R. A. (2016). Plant-growth regulators alter phytochemical constituents and pharmaceutical quality in Sweet potato (Ipomoea batatas). BMC Complementary and Alternative Medicine, 16, 152-166.
19. Ghassemi-Golezani, K., Ghassemi, S. & Zehtab-Salmasi, S. (2018). Changes in essential oil-content and composition of ajowan (Carum copticum) seeds in response to growth regulators under water stress. Scientia Horticulturae, 231, 219-226.
20. Gitelson, A. A., Zur, Y., Chivkunova, O. B. & Merzlyak, M. N. (2002). Assessing carotenoid content in plant leaves with reflectance spectroscopy. Photochemistry and Photobiology, 75, 272-281.
21. Gruszka, D. (2020). Exploring the brassinosteroid signaling in monocots reveals novel components of the pathway and implications for plant breeding. International Journal of Molecular Sciences, 21, 54-66.
22. Hafeez, B., Khanif, Y. M. & Saleem, M. (2013). Role of zinc in plant nutrition - a review. American Journal of Experimental Agriculture, 3, 374-391.
23. Hemmati, K. H., Ebadi, A., Khomari, S. & Sedghi, M. (2018). Influence of ascorbic acid and 24-epibrassinolide on physiological characteristics of pot marigold under water-stress conditions. Journal of Plant Interactions, 13(1), 364-372.
24. Jaleel, C. A., Manivannan, P., Wahid, A., Farooq, M., Al-Juburi, H. J., Somasundaram, R. & Panneerselvam, R. (2009). Drought stress in plants: a review on morphological characteristics and pigments composition. International Journal of Agriculture and Biology, 11, 100-105.
25. Kar, M., & Mishra, D. (1976). Catalase, peroxidase, polyphenol oxidase activities during rice leaf senescence. Plant Physiology, 57, 315-319.
26. Khodary, S. E. A. (2004). Effect of salicylic acid on the growth, photosynthesis and carbohydrate metabolism in salt-stressed maize plants. International Journal of Agriculture and Biology, 6, 5-8.
27. Kochert, G. (1978). Carbohydrate determination by the phenol sulfuric acid method. In: J. A. Hellebust, J. S. Craigie (Ed), Handbook of Phycological Methods. (pp. 95-97) Physiological and Biochemical Methods.
28. Krishna, P., Prasad, B. D. & Rahman, T. (2017). Brassinosteroid action in plant abiotic stress tolerance. Methods in Molecular Biology, 1564, 193-202.
29. Laribi, B., Bettaieb, I., Kouki, K., Sahli, A., Mougou, A. & Mazrouk, B. (2009). Water deficit effects on caraway (Carum carvi) growth, essential oil and fatty acid composition. Industrial Crops and Products, 30, 372-379.
30. Lichtenthaler, H. K. & Buschmann, C. (2001). Chlorophylls and carotenoids: measurement and characterization by UV-VIS. Biochemical Society Transactions, 11, 591-592.
31. Lisar, S. Y. S., Motafakkerazad, R., Hossain, M. M. & Rahman, I. M. M. (2012). Water stress in plants: causes, effects and responses. In: I. M. M. Rahman (Ed), Water Stress. (pp. 1-14). In Tech Publications.
32. Mafakheri, A., Siosemardeh, A., Bahramnejad, B., Struik, P. C. & Sohrabi, Y. (2010). Effect of drought stress on yield, proline and chlorophyll content in three Chickpea cultivars. Australian Journal of Crop Science, 4, 580-585.
33. Mittler, R. (2002). Oxidative stress, antioxidant and stress tolerance. Annual Review of Plant Biology, 7, 405-415.
34. Mohammadi, H., Amirikia, F., Ghorbanpour, M., Fatehi, F. & Hashempour, H. (2019). Salicylic acid induced changes in physiological traits and essential oil constituents in different ecotypes of Thymus kotschyanus and Thymus vulgaris under well-watered and water stress conditions. Industrial Crops and Products, 129, 561-574.
35. Mundree, S. G., Baker, B., Mowla, S. H., Peters, S, Marais, S., Willigen, C. V., Govender, K., Maredza, A., Muyanga, S., Farrant, J. M. & Thomson, J. A. (2002). Physiological and molecular insights into drought tolerance. African Journal of Biotechnology, 1, 28-38.
36. Nakano, Y. & Asada, K. (1981). Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in Spinach chloroplasts. Plant Cell Physiology, 22, 867-280.
37. Nawaz, F., Naeem, M. & Zulfiqar, B. (2017). Understanding brassinosteroid-regulated mechanisms to improve stress tolerance in plants: a critical review. Environmental Science and Pollution Research, 24, 15959-15975.
38. Nematollahi, E., Jafari, A. & Bagheri, A. (2012). Effect of drought stress and salicylic acid on photosynthesis pigments and macronutrient absorption in two sunflower (Helianthus annuus ) cultivars. Journal of Plant Ecophysiology, 5, 37-51. (In Persian)
39. Nourzad, S., Ahmadian, A., Moghaddam, M. & Daneshfar, E. (2014). Effect of drought stress on yield, yield components and essential oil in coriander (Coriandrum sativum) treated with organic and inorganic fertilizers. Journal of Crop Improvement, 2, 289-302. (In Persian)
40. Omidbeigi, R. (2000). Production and Processing of Medicinal Plants. Vol. 3, Astan Quds Razavi Press. (In Persian)
41. Palliotti, A., Poni, S., Silvestroni, O., Tombesi, S. & Bernizzoni, F. (2011). Morpho-structural and physiological performance of Sangiovese and Montepulciano (Vitis vinifera) under non-limiting water supply conditions. Functional Plant Biology, 38, 888-898.
42. Parmoon, G., Ebadi, A. & Jahanbakhsh, S. (2019). Physiological response of fennel (Foeniculum vulgare) to drought stress and plant growth regulators. Russian Journal of Plant Physiology, 66, 795-805.
43. Rahbarian, P. & Salehi Sardoei, A. (2014). Effects of drought stress and manure on herb yield and essential oil of dragonhead (Dracocephalum moldavica). In: Proceedings of 2nd congress of Organic Agriculture, Ardabil, pp. 212-217.
44. Rahimi, Z. & Kafi, M. (2009). Effects of drought stress on germination characteristics of purslane (Portulaca oleracea L.). Environmental Stresses in Agricultural Sciences, 2(1), 87-91.
45. Ramrodi, M. & Khamr, R. (2013). Interaction effects of salicylic acid spraying and different irrigation intervals on some quantity and quality traits and osmoregulators in basil (Ocimum basilicum). Journal of Applied Research of Plant Ecophysiology, 1(1), 19-31. (In Persian)
46. Rechinger, K. (1982). Flora Iranica. N150, Academishe Druk. Verlag Sustalt Gratz, 439 p.
47. Seki, M., Umezawa, T., Urano, K. & Shinozaki, K. (2007). Regulatory metabolic networks in drought stress responses. Current Opinion in Plant Biology, 10, 296-302.
48. Senaratna, T., Touchell, D., Bunn, E. & Dixon, K. (2000). Acetyl salicylic acid (Aspirin) and salicylic acid induce multiple stress tolerance in bean and tomato plant. Plant Growth Regulation, 30, 157-161.
49. Setayesh-mehr, Z. & Ganjali, A. (2013). Effects of drought stress on growth and physiological characteristics of Anethum graveolens L. Iranian Journal of Horticultural Science, 27, 27-35. (In Persian)
50. Sharififar, F., Moshafi, M. H. & Mansouri, S. H. (2017). In vitro evaluation of antibacterial and antioxidant of the essential oil and methanol extract of Zataria multiflora. Food Control, 18, 800-805.
51. Shen, B., Jensen R. G. & Bohnert, H.J. (1997). Mannitol protects against oxidation by hydroxyl radicals. Plant Physiology, 115, 527-532.
52. Shubhra, K., Dayal, J., Goswami, C. L. & Munjal, (2004). Effects of water-deficit on oil of Calendula aerial parts. Biologia Plantarum, 48(3), 445-448.
53. Sibi, M., Mirzakhani, M. & Gomarian, M. (2012). Response of physiological characteristics to water stress, application of salicylic acid and zeolite in Safflower. International Journal of Agriculture and Crop Sciences, 4(4), 151-156.
54. Tari, I., Csiszar, J., Szalai, G., Horvath, F., Pecsvaradi, A., Kiss, G., Szepesi, A., Szabo, M. & Redei, L. (2002). Acclimation of tomato plants to salinity stress after a salicylic acid pretreatment. Acta Biomaterialia, 46, 55-56.
55. Vergara, A., Torrealba, M., Alcalde, J. & Pérez‐Donoso, A. (2020). Commercial brassinosteroid increases the concentration of anthocyanin in red tablegrape cultivars (Vitis vinifera). Australian Journal of Grape and Wine Research, 26, 427-433.
56. Wagner, G. J. (1979). Content and vacuole/extra vacuole distribution of neutral sugars, free amino acids, and anthocyanin in protoplast. Plant Physiology, 64, 88-93.
57. Wang, X., Cai, X., Xu, C., Wang, Q. & Dai, S. (2016). Drought-responsive mechanisms in plant leaves revealed by proteomics. International Journal of Molecular Sciences, 17, 1-30.
58. Wu, C. Y., Trieu, A., Radhakrishnan, P., Kwok, S. F., Harris, S., Zhang, K., Wang, J., Wan, J., Zhai, H., Takatsuto, S., Matsumoto, S., Fujioka, S., Feldmann, K. A. & Pennell, R. I. (2008). Brassinosteroids regulate grain filling in rice. The Plant cell, 20(8), 2130-2145.
59. Yeganehpoor, F., Zehtab-Salmasi, S., Shafagh-Kolvanagh, J., Ghassemi-Golezani, K. & Dastborhan, S. (2017). Some morphological traits and oil content of coriander seeds in response to bio-fertilizer and salicylic acid under water stress. Journal of Biodiversity and Environmental Sciences, 10, 140-149.
60. Yin, W., Dongm N., Niu, M., Zhang, X., Li, L., Liu, J., Liu, B. & Tong, H. (2019). Brassinosteroid-regulated plant growth and development and gene expression in soybean. Crop Journal, 7(3), 411-418.
61. Yuan, L. B., Peng, Z. H. & Zhi, T. T. (2015). Brassinosteroid enhances cytokinin-induced anthocyanin biosynthesis in Arabidopsis Biologia Plantarum, 59, 99-105.
62. Zafari, M., Ebadi, A. & Jahanbakhsh, S. (2017). Effect brassinosteroid application on safflower cultivars tolerance to water stress in Ardabil. Journal of Crop Production, 10, 31-17. (In Persian)

[1] Linalool

[2] Association of Official Analytical Chemists

[3] Phenylalanine ammonia-lyase