Physiological characteristics of two wheat cultivars (Triticum aestivum) in response to salinity stress and mycorrhiza

مقدمه

تنش شوری به ­عنوان یکی از مهم­ترین تنش‌های محیطی، رشد گیاهان را تحت تأثیر قرار می‌دهد و بر همه جنبه‌های متابولیسم گیاهی اثر می‌گذارد و تغییراتی را در آناتومی و مورفولوژی گیاه ایجاد می‌کند (Azarnivand & Ghorbani, 2007). در ایران، مساحت خاک‌هایی که تحت تأثیر شوری قرار دارند، بالغ بر 32 میلیون هکتار برآورد شده است که نزدیک به 30 درصد از سطح کل کشور و 55 درصد از اراضی قابل کشت می‎باشد. در این مناطق، محدودیت آب شیرین سبب شده است تا کشاورزان برای تولید محصولات زراعی، از آب‌هایی شور و با کیفیت پایین استفاده کنند. (Abdollahi et al., 2017).

گندم به علت پتانسیل ژنتیکی و واکنش مناسب به محیط، نقش مهمی در افزایش تولید و امنیت غذایی دارد. واکنش این گیاه به تنش شوری بسیار متنوع است؛ بنابراین مطالعه واکنش این گیاه از جنبه‌های زراعی و فیزیولوژیکی بسیار با اهمیت است. از مهم‎ترین اثرات فیزیولوژیکی شوری بر گندم، کاهش میزان آماس سلول‎ها، کاهش تعداد سلول‎ها (Jamil et al., 2007; Tofighi et al., 2017) و در نتیجه کاهش سطح برگ‎ها (Grieve et al., 2012)، کاهش انسجام غشای سلولی و افزایش نشت از سلول‎ها (Borde et al., 2011)، کم شدن تولید آنزیم‎های دخیل در فتوسنتز (Husain et al., 2003)، اختلال در جذب یون‎های غذایی (Mardukhi et al., 2011) و  تجمع یون‌های سدیم و کلر در برگ‎ها  (Giri et al., 2004) است که در نهایت، کاهش رشد گیاه و عملکرد دانه (Ghoochani et al., 2015) را در پی دارد. در پژوهشی با بررسی تأثیر شوری 7/8 و 5/14 دسی‌زیمنس بر متر آب آبیاری بر رشد، عملکرد و اجزای عملکرد ارقام گندم تجن و زاگرس، به کاهش قابل توجه سطح و وزن خشک برگ (14 درصد)، ماده خشک کل (16درصد)، عملکرد (18 درصد ) و اجزای عملکرد اشاره شده است (Ghorbani et al., 2003).

یکی از راهکارهای بهبود تحمل شوری در محصولات زراعی، معرفی میکروارگانیسم‌های متحمل به شوری از جمله قارچ‌های مایکوریزای آربسکولار است. این قارچ‌ها به­صورت طبیعی در محیط‌های شور نیز یافت می‌شوند (Aliasgharzadeh et al., 2001) و با کمک در حفظ تعادل یونی سیتوپلاسم، تحمل گیاه به شوری را افزایش می‌دهند (Borde et al., 2011). قارچ مایکوریزا با بهبود وضعیت تغذیه‌ای و آبی گیاه
(Dodd & Perez-Alfocea, 2012) و تغییر در مورفولوژی ریشه و تحریک تبادلات گازی از طریق افزایش ظرفیت مقصد (Beltrano & Ronco, 2008)، سبب بهبود تحمل گیاه میزبان به تنش شوری می‌شود. در بررسی برهمکنش ترکیب 24- اپی براسینولید[1] و Glomus mosseae بر گندم تحت تنش شوری، نشان داده شد که محتوای نسبی آب برگ، سرعت رشد نسبی و وزن تر بوته در مقایسه با تیمار شاهد به‌ترتیب 62، 7/40 و 8/39 درصد افزایش داشته است (Tofighi et al., 2017). همچنین در بررسی چهار رقم گندم تلقیح شده با قارچ­های آربوسکولار تحت تنش شوری، وزن تر شاخساره و وزن خشک شاخه و ریشه در مقایسه با گیاهان تلقیح نشده به‌ترتیب 17/10، 6/15 و 2/25 درصد بیشتر بود. در پژوهشی دیگر گزارش شدکه گونه‌های G. mosseae و G. geosporum با افزایش محتوای نسبی آب برگ و کاهش نشت الکترولیت، تحمل گندم در شرایط شوری را بهبود بخشیدند (Habibi et al., 2015). طبق بررسی‎های انجام شده، با وجود این‎که شوری، درصد کلونیزاسیون ریشه و تعداد دانه در سنبله گندم را کاهش می‎دهد (Ghoochani et al., 2015)، ولی تلقیح با گونه‎های قارچ مایکوریزا می‎تواند موفقیت‌آمیز باشد و سبب افزایش معنی‌دار عملکرد دانه، تعداد سنبله و تعداد دانه در بوته شود (Grieve et al., 2012). در آزمایشی، ساز و کار اصلی در افزایش تحمل شوری گیاهان مایکوریزی، بهبود جذب فسفر عنوان شده است (Al-Karaki & Hammad, 2001)، در حالی که پژوهشگرانی دیگر، مکانیسم عمده بهبود رشد گیاهان را تغییر در فرآیندهای فیزیولوژیکی گیاه عنوان کرده‎اند (Sheng et al., 2009).

با توجه به این‌که بخش گسترده‌ای از اراضی کشور با مشکل شوری و شور شدن مواجه هستند و با توجه به اهمیت نظام‌های کشاورزی پایدار و به‌کارگیری روش‌های مدیریتی آن نظیر کاربرد کودهای زیستی به‌منظور ارتقاء عملکرد کمی و کیفی محصولات، این آزمایش باهدف ارزیابی تلقیح دو گونه قارچ مایکوریزا بر خصوصیات فیزیولوژیکی رشد و عملکرد دو رقم گندم در شرایط تنش شوری حاصل از آب آبیاری در منطقه اصفهان اجرا شد.

مواد و روش‌ها

این آزمایش طی دو سال و در سال‌های زراعی 95- 1393 در مزرعه مرکز آموزش جهاد کشاورزی اصفهان (عرض 32 درجه و31 دقیقه شمالی، طول 51 درجه و 51 دقیقه شرقی و ارتفاع 1545 متر)، به‌صورت اسپیلیت پلات فاکتوریل و بر پایه طرح بلوک‌های کامل تصادفی با سه تکرار انجام شد. اقلیم منطقه معتدل خشک است و میزان بارش و دما در طول فصل رشد در هر دو سال در جدول 1 مشاهده می‌شود. ویژگی‏های فیزیکی و شیمیایی خاک محل آزمایش در دو سال در جدول 2 آمده است.

جدول 1- میزان بارندگی و متوسط دمای هوا در سال‌های زراعی مورد مطالعه

Table 1. The rainfall and air temperature average in two years in the exprimental site

تیمارها شامل آبیاری گیاهان با دو میزان شوری ( هدایت الکتریکی سه و 11 دسی‎زیمنس بر متر) در کرت‌های اصلی، سه کاربرد قارچ گلوموس (G. intraradices و G. mossea و عدم کاربرد) و دو رقم گندم (ارگ و پارسی) به‌صورت فاکتوریل در کرت‌های فرعی بودند. در هر دو سال، زمین در اواخر شهریور ماه شخم زده شد و کشت در دهه آخر آبان انجام شد. هر دو گونه قارچ مایکوریزا از شرکت زیست فناوران توران تهیه شد و در زمان کاشت به‌میزان 10 گرم در متر مربع در کنار بذور مصرف شد. در هر گرم از این کودهای زیستی به‎طور متوسط 150 اسپور قارچ وجود داشت. بر اساس نتایج آزمون خاک، تنها کود نیتروژن به‌میزان100 کیلوگرم در هکتار از منبع اوره در دو مرحله کاشت و ساقه رفتن مصرف شد (جدول 2).

هر کرت شامل شش ردیف کاشت به طول شش متر و عرض2/1 متر با فاصله 20 سانتی‌متر بین ردیف‌ها بود و تراکم 5/4 میلیون بذر در هکتار در نظر گرفته شد.

آبیاری با کنتور حجمی اعمال شد و برای محاسبه مقدار آب لازم در هر آبیاری، از رابطه 1 استفاده شد (Mazaheri & Majnoon Hoseini, 2001):

d =  ×A_S×D              رابطه 1                                                                                                                                   

در این رابطه،d: ارتفاع آب آبیاری (سانتی‎متر)، FC: درصد رطوبت وزنی خاک در مرحله ظرفیت زراعی (5/27درصد)، P0: درصد رطوبت وزنی خاک در زمان آبیاری، A_S: وزن مخصوص ظاهری خاک (42/1 گرم بر سانتی­متر مکعب)، D: عمق توسعه یا گسترش ریشه (40 سانتی­متر) است. با ضرب کردن ارتفاع (d) در عدد 100، حجم آب مورد نیاز برحسب مترمکعب در هکتار مشخص شد. در این آزمایش، مزرعه هفت بار آبیاری شد؛ ضمنا در منطقه مورد تحقیق برای کاهش تجمع نمک، در سال زراعی بعدی از آب غیر شور برای آبیاری استفاده می‎کنند.

برای برآورد شاخص­ سطح برگ از سطح برگ مساحت 20 در 40 سانتی‎متر مربع از هر کرت در پنج مرحله رشدی پنجه­زنی، ساقه رفتن، خوشه­دهی، گل‎دهی و خمیری دانه استفاده شد و با کاربرد رابطه 2، روند تغییرات شاخص‎سطح برگ در طول دوره رشد تعیین شد (Aboutalebian & Elahi, 2016). همچنین حداکثر شاخص سطح برگ در تمام تیمارها در هر دو سال آزمایش با استفاده از رابطه رگرسیونی برآورد و تجزیه و تحلیل شد.

LAI= Exp (a + bx + cx²) رابطه 2            

در این رابطه، LAI: شاخص سطح برگ وa ،b  و c ضرایب رگرسیون می­باشد.

به‌منظور تعیین عملکرد دانه نیز دو مترمربع با در نظر گرفتن حاشیه‌ها از وسط هر کرت در انتهای فصل، به­صورت جداگانه برداشت شد. همچنین، خصوصیات فیزیولوژیک شامل میزان پرولین، پروتئین کل برگ، شاخص سبزینگی و میزان سدیم در مرحله ظهور سنبله با استفاده از برگ‌های فوقانی بوته اندازه‌گیری شد. اندازه­گیری پرولین با استفاده از اسپکتروفتومتر در طول موج 520 نانومتر صورت گرفت (Bates et al., 1973) و غلظت پرولین برحسب میکروگرم بر گرم بافت تازه برگ با استفاده از منحنی استاندارد تعیین شد. میزان پروتئین کل برگ نیز با اضافه کردن50 میکرولیتر از فاز بالایی عصاره گیاهی به 5/2 میلی‌لیتر محلول برادفورد در طول موج 595 نانومتر با دستگاه طیف‌سنج، اندازه‌گیری ‌شد (Bradford, 1976) و غلظت پروتئین بر حسب میلی‌گرم بر گرم بافت تازه با استفاده از منحنی استاندارد محاسبه شد. شاخص سبزینگی توسط دستگاه SPAD 502 مینولتا و با استفاده از متوسط داده‌ برگ‌های جوان کاملأ توسعه یافته 10 بوته برآورد شد. میزان سدیم نیز با دستگاه فلیم فتومتر اندازه­گیری شد (Hamada & EL-enany. 1994). همچنین درصد کلون‌زایی، در مرحله ظهور سنبله و با استفاده از رنگ­آمیزی ریشه گیاهان تعیین شد (Hayman & Phillips, 1970).

 تجزیه و تحلیل داده­ها بعد از اطمینان از نرمال بودن باقیمانده­ها با استفاده از رویه UNIVARIATE بر اساس مدل آماری طرح به‎صورت مرکب و با استفاده از نرم‌افزار SAS نسخه 4/9 انجام شد و مقایسه میانگین نیز با استفاده از آزمون LSD در سطح احتمال پنج درصد صورت گرفت و رسم شکل‎ها با استفاده از نرم‌افزارهای اکسل و سیگماپلات انجام شد.

نتایج و بحث

روند تغییرات شاخص سطح برگ

با توجه به تغییرات شاخص سطح برگ دو رقم گندم پارسی و ارگ مشخص شد که حداکثر شاخص سطح برگ در رقم پارسی بالاتر از رقم ارگ بود، ولی این صفت در این رقم بیشتر تحت تاثیر تنش شوری قرار گرفت (شکل 1). تلقیح نیز موجب بهبود روند تغییرات شاخص سطح برگ در طی تنش شوری در هر دو رقم  شد. بالاترین شاخص سطح برگ از رقم پارسی در هر دو سال در شرایط عدم شوری با تلقیح گونه
 G. intraradices (01/6 در سال اول و 48/6 در سال دوم) به­دست آمد (شکل 1).

نتایج تجزیه واریانس حداکثر شاخص سطح برگ نیز نشان داد که این شاخص تحت‌تأثیر سال، تنش شوری، رقم، تلقیح، برهمکنش رقم × تلقیح و سال × شوری × رقم  قرار گرفت (جدول 3).

مقایسه میانگین اثر متقابل رقم در تلقیح نشان داد که در رقم پارسی، تلقیح تأثیر معنی­داری نداشته است، به‌ نحوی که کاربرد G. mosseae موجب کاهش شش درصد حداکثر شاخص سطح برگ در مقایسه با عدم تلقیح شد و همچنین کاربرد G. intraradices تأثیر معنی‌داری با عدم­کاربرد نداشت. نتایج در رقم ارگ بر خلاف رقم پارسی بود و تلقیح با G. intraradices موجب بهبود چهار درصدی و تلقیح با G. mosseae موجب بهبود هفت درصدی حداکثر سطح برگ در مقایسه با عدم تلقیح شد (جدول 4).

شکل 1- روند تغییرات شاخص­ سطح برگ ارقام گندم تحت تأثیر تلقیح با قارچ در شرایط تنش شوری در دو سال. (a) تلقیح با  G. intraradices، (b) تلقیح باG. mosseae  و (c) عدم تلقیح می­باشد.T1= عدم شوری رقم پارسی،  T2= شوری رقم پارسی،  T3= عدم شوری رقم ارگ، و T4= شوری رقم ارگ.

Figure 1. Leaf area index (LAI) changes of wheat cultivars affected by fungus inoculation under salinity stress conditions in the two years. (a) G. intraradices, (b) G. mosseae, (c) non-inoculation.T1= non salinity- Parsi cultivar, T2= salinity- Parsi cultivar, T3= non salinity- Arg cultivar, and T4= salinity- Arg cultivar.

مقایسه میانگین برهمکنش رقم در تنش در سال نیز نشان داد،که در شرایط بدون تنش، رقم پارسی در هر دو سال زراعی دارای حداکثر شاخص سطح برگ بالاتری بود، ولی در شرایط تنش شوری نتایج متفاوت بود و حداکثر شاخص سطح برگ در رقم ارگ بالاتر بود. شوری موجب کاهش 21 و 22 درصدی حداکثر شاخص سطح برگ در رقم پارسی در سال نخست و دوم شد؛ این در حالی بود تغییرات در رقم ارگ­ معنی­دار نبود (شکل 2).

به­نظر می‌رسد که افزایش سطح برگ گندم در شرایط استفاده از مایکوریزای، به دلیل فراهمی و جذب بهتر عناصرغذایی باشد. قارچ مایکوریزای با تولید هورمون‌های گیاهی می‌تواند سبب افزایش رشد ریشه شود؛ بنابراین سبب افزایش ظرفیت جذب عناصر غذایی (Barea et al., 2005) و افزایش سطح برگ می‌شود. کاهش معنی‌دار سطح برگ با افزایش شوری می‌تواند به علت کاهش تعداد و اندازه برگ باشد (Mirmohammadi Meibodi & Ghareyazi, 2002). افزایش معنی‌دار سطح برگ در گیاهان مایکوریزایی نسبت به غیر مایکوریزایی را شاید بتوان به افزایش سطح جذب عناصر غذایی از جمله فسفر و تغییرات هورمونی به‌ویژه اکسین، در گیاهان مایکوریزایی نسبت داد (Al-Karaki, 2000). در شرایط تنش شوری، ابتدا توسعه سطح برگ کاهش می‌یابد و برگ‌ها کوچک می‌شوند.

جدول 3- نتایج تجزیه مرکب اثرات تلقیح قارچ بر تعدادی از خصوصیات فیزیولوژیک دو رقم گندم تحت تنش شوری

Table 3. Combined variance analysis of the effect of fungal inoculation on some of physiological traits of two wheat cultivars under salinity stress.

**، * و ns: به‌ترتیب معنی­دار در سطح یک و پنج درصدو  غیر معنی‌دار.

**,* and ns: significant at 1% and 5% of probability levels, and non significant, respectively.

جدول 4- تاثیر تلقیح گیاهان با قارچ های مایکوریزا بر شاخص سطح برگ، شاخص سبزنگی برگ و کلون­زایی.

Table 4. Effect of mycorrhizal fungi inoculation of plant on LAI max, SPAD and colonization.

حروف مشابه در هر ستون نشان، دهنده عدم تفاوت معنی­دار بر اساس آزمون LSD  در سطح پنج درصد می­باشد.

Means with the same letters in the same column indicates no significant difference based on LSD test at 5% of probability level.

شکل 2- تاثیر تنش شوری بر حداکثر شاخص سطح برگ دو رقم گندم در دو سال. حروف متفاوت، نشان‌دهنده وجود اختلاف معنی­دار براساس آزمون LSD و در سطح احتمال پنج درصد می­باشد.

Figure 2. Effect of salinity stress on maximum leaf area index of two wheat cultivars. Different letters indicate significant difference based on LSD test at 5% of probability level.

در پی کاهش سطح برگ، جذب نور کاهش می‌یابد که باعث کاهش تأمین مواد فتوسنتزی لازم برای رشد می‌شود. علاوه بر این، پیر شدن سریع برگ‌ها در اثر تنش شوری، به کاهش دوام سطح برگ منجر می‌شود. نتایج نشان داد که در سال دوم و با توجه به کاهش میزان بارندگی و افزایش تجمع نمک­ها در خاک، سطح برگ بیشتر تحت تأثیر تنش شوری آب آبیاری قرار گرفت (جدول 1، شکل 2).

گزارش شده است که گیاهان دارای همزیستی مایکوریزایی نسبت به گیاهان غیر مایکوریزایی، آب را از خاک سریع‌تر و کامل‌تر تخلیه می‌کنند (Rejali et al., 2010)، زیرا در گیاهان مایکوریزایی، معمولاً اندام‌های هوایی گیاه توسعه‌ی بیشتری پیدا می‌کند و سطح برگ‌ها افزایش می‌یابد و این خود باعث افزایش تعرق گیاهان مایکوریزایی می‌شود و از طرف دیگر، توسعه بیشتر سیستم ریشه­ای در گیاهان مایکوریزایی، سطح تماس با خاک افزایش می‌دهد. بر طبق اظهارات پژوهشگران، تنش شوری سبب کاهش سطح برگ گیاه و افزایش نشت غشاء برگ شده است (Tofighi et al., 2017). افزایش سطح برگ در شرایط کاربرد قارچ مایکوریزا آربسکولار تحت تنش شوری می‌تواند به دلیل بهبود دسترسی به آب و جذب انتخابی عناصر معدنی به­ویژه نیتروژن و فسفر و نیز افزایش فعالیت آنزیم نیترات‌ردوکتاز و سنتز پروتئین باشد
(Giri et al., 2004).

میزان سدیم برگ­ها

نتایج تجزیه واریانس مرکب نشان داد که میزان سدیم برگ علاوه بر اثرات اصلی، تحت تأثیر برهم­کنش شوری ورقم و نیز شوری و تلقیح گیاهان با قارچ­های مایکوریزا قرار گرفت (جدول 3). میزان سدیم تجمع یافته در برگ­های گندم در سال دوم، نه درصد بیشتر از سال اول بود که علت آن را می‌توان به بالا بودن میزان بارندگی در سال نخست و شستشوی نمک خاک و رقیق تر شدن غلظت املاح خاک نسبت داد. مقایسه میانگین اثر دوگانه شوری در تلقیح نشان داد که شوری آب آبیاری، موجب افزایش میزان تجمع سدیم در برگ شد. این در حالی بود که کاربرد قارچ‌های مایکوریزا در شرایط غیر شور، سبب کاهش تجمع سدیم در برگ شد (جدول 5). تأثیر تلقیح گیاهان با قارچ‎های مایکوریزا، در کاهش میزان سدیم برگ‌ها در شرایط غیر شور بیشتر از شرایط آبیاری با آب شور بود، به‎ نحوی که در شرایط غیر شور، همزیستی مایکوریزا به­طور متوسط نسبت به عدم تلقیح، سبب کاهش 37 درصدی سدیم برگ‌ها شد، در صورتی‎که در شرایط شور، این کاهش حدود 6/16 درصد بود (جدول 5). به­نظر می­رسد که شوری سبب کاهش قابلیت جذب انتخابی قارچ‌های مایکوریزا می‌شود (Rahmani Iranshahi et al., 2016).

جدول 5- تاثیر تنش شوری و تلقیح گیاهان با قارچ مایکوریزا بر میزان سدیم قسمت­های هوایی و شاخص سبزینگی گندم

Table 5. Effect of salinity stress and mycorrhizal fungi inoculation of plant on sodium content and SPAD index

حروف مشابه در هر ستون، نشان‌دهنده عدم اختلاف معنی­دار بر اساس آزمون LSD و در سطح پنج درصد می­باشد.

Means with the same letters in the same column indicates no significant difference based on LSD test at 5% of probability level.

مقایسه برهم­کنش دوگانه شوری در رقم نیز نشان داد که شوری سبب افزایش میزان تجمع سدیم در برگ شد و رقم پارسی جذب سدیم بیشتری در شرایط شور نسبت به رقم ارگ داشت (شکل 3). تفاوت دو رقم در جذب سدیم نشان داد که رقم پارسی توانسته است جذب سدیم را با قدرت انتخابی بیشتر، افزایش (نه درصد) دهد (شکل 3).

شکل 3- تاثیر تنش شوری بر میزان سدیم قسمت­های هوایی دو رقم گندم. حروف متفاوت، نشان‌دهنده وجود اختلاف معنی­دار براساس آزمون LSD و در سطح احتمال پنج درصد می­باشد.

Figure 3. Effect of salinity stress on sodium content of two wheat cultivars. Different letters indicate significant difference based on LSD test at 5% of probability level.

بارزترین آثار تنش شوری، کاهش میزان پتاسیم و افزایش جذب سدیم است (Alqarawi et al., 2014)؛ بنابراین تلقیح گیاه گندم با قارچ مایکوریزای آربسکولار، موجب کاهش جذب سدیم در برگ شده است. همراه با آن، تجمع بالای فسفر، منیزیم و کلسیم و جذب پایین‌تر سدیم در حضور قارچ‌ها در شرایط تیمار کلرید سدیم و کاهش اثر شوری نیز ملاحظه شده است (Hashem et al., 2015). مطالعات انجام شده بر روی گیاه گندم نشان‌دهنده نقش قارچ‌های مایکوریزا در کاهش تنش شوری از طریق افزایش جذب عناصر معدنی دیگر به­ویژه در حضور مخلوطی از انواع گونه‌های گلوموس شده است (Mardukhi et al., 2011). در پژوهشی هماهنگ با نتایج حاضر گزارش شد که در شرایط تنش شوری، گندم مایکوریزایی رشد بهتری در مقایسه با گندم غیر مایکوریزایی داشته است (Ibrahim et al., 2011). به­نظر می‌رسد که از ساز و کار‎های دیگر سودمندی مایکوریزا، کاهش جذب و انتقال سدیم به اندام هوایی و متقابلاً افزایش جذب فسفر گیاه باشد (Abdel-Fattah & Asrar, 2012)؛ همچنین مایکوریزا با تجمع عناصر غذایی و نمک‌های محلول، به تنظیم اسمزی و خنثی کردن خسارت اکسیداتیو ناشی از شوری در ژنوتیپ‌های گندم کمک می‌کند (El – Amri et al., 2013).

شاخص سبزینگی

شاخص سبزینگی تحت تأثیر شوری، رقم، اثر متقابل شوری و تلقیح و رقم در تلقیح قرار گرفت (جدول 3). مقایسه برهم­کنش شوری در تلقیح نشان داد که برخلاف اثر کاهنده شوری بر شاخص سبزینگی، تلقیح مایکوریزایی شدت کاهش را به‌طور معنی‌داری کم کرد، به‌طوری‌که G. mossea نسبت به شاهد، نه درصد شاخص سبزینگی بیشتر داشت (جدول 5). در تحقیقی، علت کاهش کلروفیل به تغییر مسیر متابولیسم نیتروژن در ساخت ترکیب‌هایی مانند پرولین جهت تنظیم اسمزی نسبت داده شده است (Jamil et al., 2007)؛ البته در شرایط بدون تنش شوری، تفاوت معنی‌داری بین تیمارهای تلقیح و عدم تلقیح وجود نداشت (جدول 5). از آن‌جا که تنش شوری سبب افزایش گونه­های فعال اکسیژن می‌شود Yazici et al.,2007وجود همزیستی مایکوریزایی ‌از طریق بهبود جذب آب و عناصر غذایی و افزایش توان آنتی اکسیدانی گیاه می‌تواند سبب کاهش غلظت گونه‌های فعال اکسیژن در گیاه شود (Song, 2005). در مورد برهمکنش رقم و تلقیح با مایکوریزا، نتایج مقایسه میانگین نشان داد تنها رقم ارگ به تقلیح خوب واکنش داد و نسبت به تیمار شاهد خود، شاخص سبزینگی بالاتری داشت، اما در رقم پارسی، تفاوت معنی داری بین تیمار عدم تلقیح و تلقیح با دو گونه قارچ مشاهده نشد (جدول 4).

درصد کلون‌زایی

نتایج تجزیه واریانس مرکب نشان داد که درصد کلون‌زایی علاوه بر اثرات اصلی، تحت تأثیر برهم­کنش دوگانه رقم و در تلقیح و اثر سه‌گانه شوری ورقم و سال قرار گرفت (جدول 3). میانگین‌های مربوط به اثر سه‌گانه نشان داد که در در رقم گندم ارگ در سال اول، شوری سبب کاهش معنی­دار درصد کلون زایی ریشه شد، در‌حالی‌که در رقم پارسی، تفاوت معنی­داری بین تیمار شور و غیر شور وجود نداشت. اما در سال دوم در رقم ارگ، شوری نتوانست کاهش معنی­داری در کلون­زایی ایجاد کند، درصورتی‌که در رقم پارسی، شوری منجر به کاهش معنی­دار کلون­زایی شد
(شکل 4).

شکل 4- تاثیر تنش شوری بر میزان کلون‌زایی دو رقم گندم در دو سال. حروف متفاوت، نشان‌دهنده وجود اختلاف معنی­دار براساس آزمون LSD و در سطح احتمال پنج درصد می­باشد.

Figure 4. Effect of salinity stress on colonization rate of two wheat cultivars in two years. Different letters indicate significant difference based on LSD test at 5% of probability level.

با توجه به کاهش بارش در سال دوم، به­نظر می­رسد در مقایسه با رقم پارسی، رقم ارگ دارای ثبات بیشتری در همزیستی با مایکوریزا باشد؛ این واکنش، تفاوت ارقام گندم را به لحاظ همزیستی مایکوریزا به خوبی نشان می­دهد. شوری می‌تواند کلونیزاسیون قارچ را مستقیماً با کاهش رشد هیف و یا کاهش رشد گیاه (اختصاص کم‌تر کربوهیدرات) تقلیل دهد (Porras-Soriano et al., 2009). از جمله دلایل کاهش کلونیزاسیون با افزایش شوری، کاهش تندش اسپور و رشد هیف (Garg & Manchanda, 2009) است. کاهش درصد کلونیزاسیون در اثر شوری توسط سایر پژوهشگران نیز گزارش شده است (Giri et al., 2004; Scheloske et al., 2004; Habibi et al., 2015).

پرولین

میزان پرولین برگ تنها تحت تأثیر اثرات اصلی شوری و تلقیح با قارچ قرار گرفت (جدول 3). میزان پرولین در اثر تلقیح با قارچ افزایش یافت، ولی بین نوع قارچ‌ها تفاوت معنی‌داری وجود نداشت. نتایج نشان داد که شوری سبب افزایش پرولین به­میزان 106درصد شد (جدول 6). تلقیح  گیاه با دو قارچ G. mossea و G. intraradices نیز به‌طور متوسط سبب افزایش 22 درصدی پرولین نسبت به عدم تلقیح شد، این در حالی بود که بین نوع قارچ‌های کاربردی در این مورد تفاوتی وجود نداشت (جدول 6).

از دلایل عمده افزایش معنی‌دار پرولین گیاه با افزایش شوری در سیتوپلاسم، تنظیم فشار اسمزی سلول است که می‌تواند به‌منظور موازنه اسمزی در واکوئل و تعادل اسمزی بین سیتوپلاسم و اجزای گوناگون سلول نسبت به شوری محیط باشد (Mirmohammadi Meibodi et al., 2002). افزایش پرولین برگ در اثر افزایش سطوح شوری، شاید به سبب افزایش میزان اسید آبسزیک باشد. این هورمون انباشتگی اسیدهای آمینه به­صورت عام و پرولین به­صورت خاص را موجب می‌شود و سازش با شوری را بهبود می‌بخشد که ممکن است یکی از دلایل افزایش پرولین در گیاهان مایکوریزی باشد. افزایش پرولین برگ‌ها با افزایش فعالیت آنزیم‌های پروتئاز، تجمع اسیدهای آمینه و آمونیوم و کاهش میزان کلروفیل برگ و پروتئین همراه است. مشاهدات نشان می‌دهد که تأثیر قارچ مایکوریزای بر غلظت پرولین در تنش شوری متغیر است، به‌طوریکه در گیاه باقلا (Vicia faba) (Rabie & Almadini, 2005) و گیاه ذرت (Zea mays) (Feng et al., 2002) تلقیح شده با قارچ‌های مایکوریزا تحت تنش شوری، غلظت پرولین به نحو معنی­دار کمتر شده است و میزان تغییرات این ترکیب در ریشه این گیاهان کمتر از برگ بوده است.

جدول 6- تاثیر تلقیح و تنش شوری بر میزان پرولین و پروتیئن برگ و عملکرد دانه دو رقم گندم

Table 6. Effects of inoculation and salinity on leaf proline and protein and grain yield of two wheat cultivars.

حروف مشابه در هر ستون، نشان‌دهنده عدم اختلاف معنی­دار بر اساس آزمون LSD و در سطح پنج درصد می­باشد.

Means with the same letters in the same column indicates no significant difference based on LSD test at 5% of probability level.

پروتئین کل برگ

نتایج نشان داد که تنها اثرات اصلی شوری، رقم و تلقیح گیاه با قارچ مایکوریزا بر میزان پروتئین کل برگ معنی‌دار بود (جدول 3). تنش شوری پروتئین را 51 درصد کاهش داد (جدول 6). رقم گندم ارگ نیز در مقایسه با رقم پارسی میزان پروتئین بالاتری داشت (جدول 6). در شرایط تلقیح با قارچ G. mossea، بیشترین میزان پروتئین (43/14 میلی­گرم بر گرم) تولید شد که با گونه‌ی G. intraradices تفاوت معنی‌داری نداشت (جدول 6).

شوری باعث کاهش سنتز پروتئین برگ و افزایش هیدرولیز آن در بعضی از گیاهان می‌شود و در نتیجه سبب تولید اسیدهای آمینه می‌شود. نمک‌ها، اثرات مهارکنندگی روی پروتئین‌های برگ دارند؛ نخست این‌که باعث شکستن پیوندهای الکترواستاتیک می‌‌شوند و دوم این‌که افزایش برهم­کنش‌های آب گریز را در پی دارند. گزارش شده است که تلقیح بذرهای گیاهان زراعی با سویه‌های مایکوریزا، باعث افزایش میزان پروتئین برگ به‌ویژه در شرایط نامساعد محیطی می‌شود؛ همچنین مایکوریزا موجب کد کردن ژن‌هایی در اندام‌های گوناگون گیاه از جمله دانه می‎شود که عامل سنتز برخی پروتئین‌های مقاومتی در گیاه هستند (Ruiz-Lozano et al., 2008)؛ بنابراین می‌توان اظهار بیان داشت که کاربرد مایکوریزا می‌تواند منجر به افزایش مقاومت گیاه در برابر تنش‌های غیرزیستی شود.

عملکرد دانه

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که تنها اثرات اصلی شوری و تلقیح بر این صفت مهم معنی‌دار بود (جدول 3). بالاترین عملکرد دانه (1/624 گرم در متر مربع) در شرایط عدم تنش شوری تولید شد و با اعمال شوری، 35 درصد افت عملکرد مشاهده شد (جدول 6). همچنین عملکرد دانه در شرایط تلقیح با قارچ G. mossea به‌طور معنی­داری بالاتر بود (559 گرم در متر مربع) که نسبت به تیمار عدم تلقیح سبب افزایش 4/14 درصدی عملکرد دانه شد (جدول 6). از دلایل بالا بودن عملکرد دانه در شرایط تلقیح مایکوریزایی می‌توان به بهبود تنظیم اسمزی گیاه اشاره کرد (Garg & Manchanda, 2009) که از طریق بالاتر بودن مقدار پرولین و پروتئین (جدول 6) گیاهان و همچنین بیشتر بودن شاخص سطح برگ (شکل 1) و شاخص سبزینگی (جدول 5) مشخص می‌شود.

افت عملکرد در اثر شوری به علت کاهش اجزای عملکرد می‌تواند به مراحل رویشی و کاهش فتوسنتز و رشد زایشی نیز مرتبط باشد (Husain et al., 2003). همچنین گزارش شده است که تلقیح گندم با گونه‌های G. etunicatum، G. mosseae و G. intraradices موجب کاهش اثرات منفی تنش شوری و کاربرد هم‌زمان و تلفیقی آن‌ها موجب افزایش آثار مثبت آن‌ها می‌شود (Mardukhi et al., 2008). در آزمایشی، کاربرد G. etunicatum و G. mosseae بسته به‌ ژنوتیپ متفاوت بود، به نحوی‌که کاربرد G. etunicatum در ژنوتیپ‌های کویر و طبسی، مؤثرتر و کاربرد G. mosseae موجب بهبود عملکرد ژنوتیپ روشن در تنش شوری شد (Daei et al., 2009). افزایش عملکرد دانه در اثر تلقیح با گونه‌های etunicatum و G. mosseae در شرایط تنش به بهبود زیست‌توده نسبت داده شده است (Al-Karaki et al., 2004). افزایش رشد و بهبود عملکرد گیاهان زراعی در اثر کاربرد کودهای زیستی توسط پژوهش­های گوناگونی گزارش شده است. در پژوهشی گزارش شده است که قارچ مایکوریزا ،اجزای عملکرد دانه و تعداد سنبلچه گندم را به‌صورت معنی‌داری افزایش داده است (Bahrani et al., 2010). همچنین تلقیح گیاهان با کود زیستی از طریق گسترش ریشه و افزایش جذب عناصر غذایی، اثر مثبت و معنی داری بر عملکرد گیاه ایجاد کرده است. بیان شده است که تلقیح گیاه با کودهای زیستی از طریق افزایش جذب عناصر غذایی و تولید هورمون‌های رشد، موجب افزایش عملکرد و اجزای عملکرد گندم شد (Rouzbeh et al., 2009). برخی پژوهشگران بیان داشتند که کاربرد کودهای زیستی از طریق بهبود خصوصیات فیزیکی خاک و افزایش قابلیت دسترسی عناصر غذایی برای جذب توسط گیاه، عملکرد و عملکرد اجزای گندم را بهبود داد (Ahmed et al., 2011). نتایج آزمایشی نشان داد که اثر قارچ مایکوریزا بر عملکرد دانه معنی‌دار بود و تیمارهای قارچی، عملکرد دانه بالاتری نسبت به شاهد داشتند (Habibi et al., 2015).

نتیجه‌گیری کلی

نتایج نشان داد که در شرایط تنش شوری، شاخص سبزینگی، کلون­زایی، پروتئین و عملکرد دانه گندم کاهش و میزان سدیم افزایش یافت. همچنین مشخص شد که تلقیح با مایکوریزا از طریق کاهش جذب سدیم، سبب افزایش دسترسی به عناصر غذایی و در نهایت سبب تأثیر بر شاخص سطح برگ این گیاه می‌شود. بهبود شاخص سطح برگ نیز در نهایت منجر به بهبود عملکرد دانه شد. در بین دو گونه قارچ، با وجود این‌که کاربرد G. mosseae در افزایش عملکرد دانه معنی­دار شد، ولی در سایر صفات دو گونه قارچ در مقایسه با تیمار عدم تلقیح خوب ظاهر شدند. به­طور کلی تلقیح گیاه گندم با قارچ مایکوریزا، با تعدیل اثر آبیاری با آب شور، سبب بهبود عملکرد و کیفیت رشد گیاه در شرایط تنش شوری شد و رقم گندم ارگ در این پژوهش رقم برتری بود.

REFERENCES

1. Abdel-Fattah, G. M. & Asrar, A. (2012). Arbuscular mycorrhizal fungal application to improve growth and tolerance of wheat (Triticum aestivum) plants grown in saline soil. Acta Physiology Plantarum, 34, 267-277.
2. Abdollahi, M., Ghorbani, H. & Heidari, M. (2017). Effects of salinity, molybdenum and mycorrhizal fungi (Glomus versiform) on the oxidative enzymes activity and some physiological characteristics in corn. Iranian Journal of Plant Researches, 30(3), 607-618. (In Persian with English abstract)
3. Aboutalebian, M. A. & Elahi, M. (2016). Evaluation of changes in some physiological indices of chickpea (Cicer arietinum) affected by on-farm seed priming and bio-fertilizers at different phosphorus levels. Journal of Crop Production & Processing, 6 (20), 25-39. (In Persian with English abstract)
4. Ahmed, M. A., Amal, G. A., Magda, H. M. & Tawfik, M. M. (2011). Integrated effect of organic and biofertilizer on wheat productivity in new reclaimed sandy soil. Research Journal of Agriculture and Biological Sciences, 7, 105-114.
5. Aliasgharzadeh, N., Saleh Rastin, N., Towfighi, H. & Alizadeh, A. (2001). Occurrence of arbuscular mycorrhizal fungi in saline soils of the Tabriz plain of Iran in relation to some physical and chemical properties of soil. Mycorrhiza, 11(3), 119-122.
6. Al-Karaki, G., McMichael, B. & Zak, J. (2004). Field response of wheat to arbuscular mycorrhizal fungi and drought stress. Mycorrhizae, 14, 263-269.
7. Al-Karaki, G. N. 2000. Growth of mycorrhizal tomato and mineral acquisition under salt stress. Mycorrhiza, 10, 51-54.
8. Al-Karaki, G. N. & Hammad, R. (2001). Mycorrhizal influence on fruit yield and mineral content of tomato grown under salt stress. Journal of Plant Nutrition, 24, 1311–1323.
9. Alqarawi, A. A., Abd-Allah, E. F., Hashem, A., Al Huqail, A. & Al Sahli, A. A. (2014). Impact of abiotic salt stress on some metabolic activities of Ephedra alata Decne. The Journal of Food, Agriculture and Environment, 12, 620-625.
10. Azarnivand, H. & Ghorbani, M. (2007). Effects of sodium chloride on the germination of two species of pasture Artemisia scoparia and Artemisia vulgaris L. Iranian Journal of Range and Desert, 4(3), 352-358. (In Persian with English abstract)
11. Bahrani, A., Pourreza, J. & Haghjoo, M. (2010). Response of winter wheat to co-inoculation with Azotobacter and Arbescular Mycorrhizal fungi (AMF) under different sources of nitrogen fertilizer. American-Eurasian Journal Agriculture and Environment Science, 8(1), 95-103.
12. Barea, J. M., Pozo, M. J., Azcon, R. & Azcon-Aguilar, C. (2005). Microbial co-operation in the rhizosphere. Journal of Experimental Botany, 56, 1761-1778.
13. Bates, L. S., Waldren, R. P. & Teare, L. D. (1973). Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant & Soil, 39, 205-207.
14. Beltrano, J. & Ronco, M. G. (2008). Improved tolerance of wheat plants (Triticum aestivum) to drought stress and rewatering by the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus claroideum: Effect on growth and cell membrane stability. Brazilian Journal of Plant Physiology, 20, 29-37.
15. Borde, M., Dudhane, M. & Jite, P. (2011). Growth photosynthetic activity and antioxidant responses of mycorrhizal and non-mycorrhizal bajra (Pennisetum glaucum) crop under salinity stress condition. Crop Protection, 30, 265–271.
16. Bradford, M. M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry, 72, 248-54.
17. Daei, G., Ardekani, M. R., Rejali, F., Teimuri, S. & Miransari, M. (2009). Alleviation of salinity stress on wheat yield, yield components and nutrient uptake using arbuscular mycorrhizal fungi under field conditions. Journal of Plant Physiology, 166, 617-625.
18. Dodd, I. C. & Pérez-Alfocea, F. (2012). Microbial amelioration of crop salinity stress. Journal of Experimental Botany, 63(9), 3415-3428.
19. El – Amri, S. M., Al –Whaibi, H. M., Abdel-Fattah, G. M. & Siddiqui, M. H. (2013). Role of mycorrhizal fungi in tolerance of wheat genotypes to salt stress. African Journal of Microbiology Research, 7(14), 1286-1295.
20. Feng, G., Li, X., Zhang, F. and Li, S. (2002). Improved tolerance of maize plants to salt stress by arbuscular mycorrhiza is related to higher accumulation of soluble sugars in roots. Mycorrhiza 12:185-190.
21. Garg, N. & Manchanda, G. (2009). Role of arbuscular mycorrhizae in the alleviation of ionic, osmotic and oxidative stresses induced by salinity in Cajanus cajan (L.) Mill sp. (pigeon pea). Journal Agronomy & Crop Science, 195, 110-123.
22. Ghoochani, R., Riasat, M., Rahimi, S. & Rahmani, A. (2015). Biochemical and physiological characteristics changes of wheat cultivars under arbuscular mycorrhizal symbiosis and salinity stress. Biological Forum–An International Journal, 7(2), 370-378. (In Persian with English abstract)
23. Ghorbani, M. H., Zainali, E., Soltani, E. & Galeshi, S. (2003). Effect of salinity stress on growth, yield and comparing yield of two genotypes of wheat. Agricultural Sciences and Natural Resources, 10 (4), 5-14. (In Persian with English abstract)
24. Giri, B., Kapoor, R. & Mukerji, G. (2004). Mycorrhizal inoculant alleviates salt stress in Sesbania aegyptiaca and Sesbania grandiflora under field conditions: evidence for reduced sodium and improved magnesium uptake. Mycorrhiza, 14, 307-312.
25. Grieve, C. M., Grattan, S. R. & Maas, E. V. (2012). Plant salt tolerance. Agricultural Salinity Assessment and Management, 2, 405-459.‏
26. Habibi, S., Meskarbashee, M. & Farzaneh, M. (2015). Effect of mycorrhizal fungus (Glomus spp) on wheat (Triticum aestivum) yield and yield components with regard to irrigation water quality. Iranian Journal of Field Crop Research, 13(3), 471-484. (In Persian with English abstract)
27. Hamada, A. M. & EL-enany, A. E. (1994). Effect of NaCl salinity on growth, pigment and mineral element contents, and gas exchange of broad bean and pea plants. Biologia Plantarum, 36, 75- 81.
28. Hashem, A., Abd Allah, E. F., Alqarawi, A. A., Alwhibi Mona S., Alenazi, M. M., Egamberdieva, D. & Ahmad, P. (2015). Arbuscular mycorrhizal fungi mitigates NaCl induced adverse effects on Solanum lycopersicum Pakistan Journal of Botany, 47, 327–340.
29. Hayman, D. S. & Phillips, J. M. (1970). Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Transactions of the British Mycological Society, 55, 158-161.
30. Husain, S., Munns, R. &. Condon, A. G. (2003). Effect of sodium exclusion trait on chlorophyll retention and growth of durum wheat in saline soil. Australian Journal of Agricultural Research, 54, 589-597.
31. Ibrahim, A. H., Abdel-Fattah, G. M., Eman, F. M., AbdEl-Aziz, M. H. & Shohr, A. E. (2011). Arbuscular mycorrhizal fungi and spermine alleviate the adverse effects of salinity stress on electrolyte leakage and productivity of wheat plants. Phyton; Annales Rei Botanicae, 51(2), 261-276.
32. Jamil, M., Lee, K. J., Kim, J. M., Kim, H. S. & Rha, E. S. (2007). Salinity reduced growth PS2 photochemistry and chlorophyll content in radish. Scientia Agricola, 64(2), 111-118.
33. Mardukhi, B., Rejali, F., Daei, G., Ardakani, M. R., Malakouti, M. J. & Miransari, M. (2011). Arbuscular mycorrhizas enhance nutrient uptake in different wheat genotypes at high salinity levels under field and greenhouse conditions. Communications in Soil Science & Plant Analysis, 334, 564-571.
34. Mardukhi, B., Rejali, F., Malakuti, M. J. & Mardukhi, V. (2008). Effect of symbiosis mycorrhizal fungus on yield and yield component of two varieties resistant and partially resistant of wheat in different levels of salinity. Journal of Soil & Water, 22 (1), 83-95.
35. Mazaheri, D. & Majnoon Hoseini, N. (2001). Fundamental of agronomy. Tehran University Press. 412 pages. (In Persian)
36. Mirmohammadi Meibodi, A. M. & Ghareyazi, B. (2002). Physiological aspects and breeding for salinity stress in plants. Isfahan University of Technology Publishing Center. 288 pages. (In Persian)
37. Porras-Soriano, A., Soriano-Martin, M. L., Porras-Piedra, A. & Azcon, R. (2009). Arbuscular mycorrhizal fungi increased gowth, nutrient uptake and tolerance to salinity in olive trees under nursery conditions. Journal of Plant Physiology, 166, 1350-1359.
38. Rabie, G. H. & Almadini, A. M. (2005). Role of bioinoculants in development of salt tolerance of Vicia faba African Journal of biotechnology, 4, 210-222.
39. Rahmani Iranshahi, D., Sepehri, M., Khoshgoftarmanesh, A. H., Eshghizadeh, H. R. & Jahandideh Mahjen Abadi, V. (2016). Inoculation effects of endophytic fungus (Piriformospora indica) on antioxidant enzyme activity and wheat tolerance under phosphorus deficiency in hydroponic system. Journal of Greenhouse Culture Science and Technology, 6, 75-86. (In Persian with English abstract)
40. Rejali, F., Mardukhi, B. & Malekuti, M. J. (2010). The effect of mycorrhizal symbiosis on water use efficiency, proline accumulation and uptake of wheat nutrients in saline conditions. Journal of Water Research in Agriculture, 24 (2), 122- 111. (In Persian with English abstract)
41. Rouzbeh, R., Daneshian, J. & Farahani, H. A. (2009). Super nitro plus influence on yield and yield components of two wheat cultivars under NPK fertilizer application. Journal of Plant Breeding & Crop Science, 1, 293-297.
42. Ruiz-Lozano, M., Porcel, R. & Aroca, R. (2008). Evaluation of the possible participation of drought-induced genes in the enhanced tolerance of arbuscular mycorrhizal plants to water deficit. In: Varma A. (eds) Mycorrhiza, Springer- Berlin Heidelberg. 185-205.
43. Scheloske, S., Maetz, M., Schneider, T., Hildebrandt, U., Bothe, H. & Povh, B. (2004). Element distribution in mycorrhizal and nonmycorrhizal roots of the halophyte Aster tripolium determined by poroton induced X-ray emission. Protoplasma, 223, 183-189.
44. Sheng, M., Tang, M., Chen, H., Yang, B., Zhang, F. & Huang, Y. (2009). Influence of arbuscular mycorrhizae on the root system of maize plants under salt stress. Canadian Journal of Microbiology, 55, 879-886.
45. Song, H. (2005). Effects of VAM on host plant in condition of drought stress and its mechanisms. Electronic Journal of Biology, 1(3), 44-48.
46. Tofighi, C., Khavari-Nejad, R. A., Najafi, F., Razavi, K. & Rejali, F. (2017). Responses of wheat plants to interactions of 24-epibrassinolide and Glomus mosseae in saline condition. Physiology Molecular Biology Plants, 23 (3), 557-564.
47. Yazici, I., Turkan, F., Sekmen, A. H. & Demiral, T. (2007). Salinity tolerance of purslane (Portulaca oleracea) is achieved by enhanced antioxidative system, lower level of lipid peroxidation and proline accumulation. Environmental Experimental Botany, 61 (1), 49-57.

[1]- 24-epibrassinolide