مقدمه

شوری از اصلی‌ترین تنش‌های غیرزنده در گیاهان زراعی محسوب می­شود (Yue et al., 2012) و اختلال در فرآیندهای فیزیولوژیکی مانند فتوسنتز، تنفس، سنتز پروتئین، متابولیسم لیپید، متابولیسم انرژی (Asish Kumar & Bandhu Das, 2005)، تنش اسمزی، سمیّت یونی، کمبود مواد غذایی و تنش اکسیداتیو (Yue et al., 2012) را به همراه دارد. در کل گندم دارای آستانه تحمل 1/6 دسی زیمنس بر متر در عصاره اشباع خاک است و گیاهی نیمه متحمل به شوری محسوب می­شود (Kafi et al., 2011). شناسایی ارقام مقاوم و مطالعه مکانیسم‌های افزایش‌دهنده تحمل تنش، از راهکارهای مناسب جهت مقابله با عوارض تنش شوری در گندم است. گیاهان تیره گندمیان، تحمل به شوری را با محدود کردن ورود سدیم به اندام‌های هوایی و از طریق تنظیم اسمزی به‌دست می‌آورند. در تنظیم اسمزی، گیاهان از اسمولیت­های آلی سازگار مختلفی مانند گلایسین- بتائین، پلی­آمین، پرولین، کربوهیدرات‌ها و پروتئین‌ها (Ahmad et al., 2012) استفاده می‌کنند. کربوهیدرات‌ها نه‌تنها به‌عنوان یک اسمولیت در تنظیم اسمزی نقش دارند (Sharbatkhari et al., 2016)، بلکه به دنبال وقوع تنش‌های مختلف و کاهش فتوسنتز جاری برگ و سنبله، در قالب فرآیند انتقال مجدد نقش مهمی در حفظ سرعت پرشدن دانه ایفا می­کنند. این ترکیبات می‌توانند در غلات سردسیری مانند جو، گندم و یولاف در طول دوره طویل شدن ساقه تا اوایل مرحله پرشدن دانه، در ساقه و غلاف برگ تجمع پیدا کنند و در مرحله پرشدن دانه مشارکت داشته باشند (Plaut et al., 2004; Ehdaie et al., 2008). با توجه به شرایط رشد و نوع رقم، انتقال مجدد کربوهیدرات‌ها در شرایط غیرتنش می‌تواند حدود 10 تا 20 درصد در عملکرد سهم داشته باشد. این درحالی است که سهم این فرآیند در پرشدن دانه تحت شرایط تنش به 50 درصد هم می‌رسد (Dreccer et al., 2009). برای رسیدن به عملکرد مطلوب، نه­تنها شناخت ویژگی­‌های آب‌ و خاک امری حیاتی محسوب می‌شود، بلکه اطلاع از رفتار گیاهان و واکنش آن‌ها به شوری و در نهایت اصلاح ارقام زراعی متحمل، از ملزومات دست­یابی به این مهم است. بنابراین بررسی جنبه‌های فیزیولوژیک و بیوشیمیایی مکانیسم‌های تحمل شوری در گیاهان، امری ضروری است که نه‌تنها می‌تواند در شناخت و همسانه­سازی ژن‌های دخیل در این فرآیند و پیشبرد تکنیک‌های اصلاحی مفید باشد، بلکه در کاربرد روش‌های صحیح و مناسب غربالگری جهت گزینش گیاهان متحمل به شوری و در نهایت افزایش عملکرد در این شرایط نقش مؤثری دارد. در این میان، کربوهیدرات‌ها به­عنوان یک اسمولیت، نقش مهمی در حفاظت اسمزی، تنظیم اسمزی و مهار رادیکال‌های آزاد دارند و همچنین به­عنوان یک منبع کربن، نقش و جایگاه مهمی در مرحله پرشدن دانه‌ دارند (Ahmad & Sharma, 2008; Koyro et al., 2012).

هدف از این مطالعه، بررسی امکان استفاده از توان انتقال مجدد کربوهیدرات‌های محلول در آب به‌عنوان یک شاخص فیزیولوژیک، به منظور ارزیابی تحمل تنش شوری ارقام مختلف گندم بود. همچنین صفاتی نظیر عملکرد و اجزای آن، نسبت سدیم به پتاسیم در بافت­های مختلف و محتوای نسبی آب برگ در ارقام مختلف گندم نیز در شرایط تنش شوری مورد ارزیابی قرار گرفتند.

مواد و روش­ها

شرایط اجرای طرح

این آزمایش در مهرماه 1395در گلخانه پژوهشی گروه زراعت پردیس کشاورزی و منابع طبیعی تهران واقع در کرج، با سه تکرار و بصورت آزمایش فاکتوریل هفت در دو و در قالب طرح بلوک‌های کامل تصادفی اجرا شد. تیمارها شامل هفت رقم گندم (روشن، اینیاء-66، قدس، مهدوی، خزر-1، شعله و کرج-2) و دو سطح شوری (شاهد و تیمار 16 دسی زیمنس بر متر) بودند. انتخاب ارقام روشن و اینیاء-66 به­عنوان متحمل نسبی و قدس و مهدوی به­عنوان حساس نسبی صورت گرفت (Poustini & Siosemardeh, 2004). همچنین ارقام خزر-1 و شعله، بیشترین انتقال مجدد و کرج-2، کمترین انتقال مجدد را در تنش خشکی طبق بررسی Joodi (2010) نشان داده بودند. ارقام در داخل گلدان‌های پلاستیکی به قطر 25 سانتی­متر کاشته شدند. خاک مورد استفاده در این آزمایش (نسبت 2:1 کود دامی:خاک) دارای هدایت الکتریکی 4/0 دسی زیمنس بر متر بود و از مزرعه پژوهشی گروه زراعت و اصلاح نباتات تهران واقع در کرج تهیه شد. تا قبل از مرحله طویل شدن ساقه، تمامی گلدان­ها با استفاده از آب معمولی که دارای هدایت الکتریکی 2/1 دسی­زیمنس بر متر بود، آبیاری شدند و پس از تنک کردن، نهایت چهار بوته در هر گلدان باقی ماند. از مرحله طویل شدن ساقه تا انتهای مرحله رسیدگی فیزیولوژیک، تیمار شوری در قالب آب آبیاری اعمال شد (Poustini & Siosemardeh, 2004). تیمار شوری به‌صورت تدریجی و از سطح دو شروع شد و طی 10 روز، به سطح 16 دسی زیمنس بر متر رسانده شد. به‌منظور اطمینان از حفظ شوری در سطح موردنظر و اطمینان از عدم تجمع نمک، هدایت الکتریکی ورودی و خروجی گلدان­ها مرتب کنترل شد. به این منظور، تعدادی گلدان مشابه گلدان‌های آزمایش کشت شدند و هدایت الکتریکی خاک مرتب در آن‌ها سنجیده شد و در صورت تجمع نمک، عمل آب­شویی با استفاده از آب معمولی انجام گرفت. نمونه‌برداری­ها در دو مرحله گرده‌افشانی و رسیدگی فیزیولوژیک انجام شد.

تعیین اجزای عملکرد و شاخص برداشت

به ‌منظور اندازه‌گیری عملکرد، وزن دانه و تعداد دانه در سنبله و تعداد سنبله برای هر رقم در شرایط شاهد و شرایط تنش ثبت شد و عملکرد دانه در هر بوته و درصد کاهش عملکرد در شرایط تنش به­دست آمد. برای اندازه‌گیری درصد کاهش عملکرد از رابطه 1 استفاده شد:

رابطه 1            R% = ((DM_c-DM_s)/DM_c))_×100

در این رابطه، R%: درصد کاهش عملکرد دانه در بوته)،  DM_c:عملکرد دانه در بوته شاهد و DM_s: عملکرد دانه در بوته تحت تیمار شوری است. همچنین شاخص برداشت بر اساس نسبت عملکرد اقتصادی به عملکرد زیستی محاسبه شد.

اندازه‌گیری سدیم و پتاسیم  و محتوای نسبی آب[1]

اندازه‌گیری سدیم و پتاسیم برای چهار برگ بالایی هر بوته و همچنین اندام‌های دیگری چون دانه با استفاده از دستگاه فلیم­فتومتر مدل Jenway 500801 PFP7 انجام ­شد (Poustini & Siosemardeh, 2004) و محتوای نسبی آب برای چهار برگ بالایی بوته­ها اندازه‌گیری شد. نمونه‌های وزن شده به مدت 24 ساعت در آب مقطر قرار گرفتند و سپس وزن آماس آن‌ها سنجیده شد. همچنین در انتهای کار، نمونه­ها به مدت 48 ساعت در آون دمای 70 درجه سانتی­گراد قرار گرفتند و وزن خشک نمونه‌ها اندازه‌گیری شد. با استفاده از اطلاعات به‌دست آمده، میزان RWC برگ بر اساس رابطه 2 محاسبه شد  Turkan et al., 2005)):

رابطه 2

تعیین کربوهیدرات های محلول در آب

به ‌منظور تعیین و مقایسه توان انتقال مجدد کربوهیدرات­ها در ارقام تحت تنش شوری، ساقه اصلی در دو مرحله، 14روز پس از گرده­افشانی و رسیدگی فیزیولوژیک، برداشت شدند و کربوهیدرات محلول ساقه به روش Ehdaei et al. (2008) اندازه‌گیری شد. به‌طور خلاصه، این روش بر مبنای واکنش­های رنگ­سنجی و با استفاده از واکنشگر رزورسینول انجام شد. با توجه به واکنش­پذیری این ماده با قندهای محلول در آب و اینکه عمده کربوهیدرات تجمع­یافته بخصوص در ساقه گندم از نوع فروکتان است، این اندازه­گیری منجر به برآورد کربوهیدرات­های محلول می­شود. همچنین به کمک نمودار استانداردی که بر اساس غلظت­های مشخصی از اینولین (به‌عنوان فروکتان خالص) بدست آمد، کمّی­سازی نتایج صورت گرفت. تعیین انتقال مجدد نیز از تفاوت حاصل از کربوهیدرات اندازه­گیری شده در مرحله 14روز پس از گرده افشانی و کربوهیدرات اندازه­گیری شده در زمان رسیدگی فیزیولوژیکی انجام شد.

تجزیه‌ آماری

آنالیز داده‌ها از روش تجزیه واریانس و با استفاده از نرم‌افزار SAS 9.2 صورت گرفت. آزمون مقایسه میانگین‌ها با استفاده از آزمون LSD در سطح احتمال پنج درصد، انجام شد و برای رسم نمودارها و جدول‌ها از نرم‌افزار Excel استفاده شد.

نتایج و بحث

اثر تنش شوری بر عملکرد کل و اجزای عملکرد

نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که اثر رقم و شوری بر تعداد دانه و عملکرد دانه در بوته، عملکرد زیستی و شاخص برداشت در سطح احتمال یک درصد و اثر رقم و شوری بر وزن خشک دانه در بوته در سطح احتمال پنج درصد معنی‌دار است (جدول 1). تنش شوری به‌طور معنی‌داری سبب کاهش تعداد دانه در بوته شد و میزان این کاهش در شرایط شوری نسبت به شاهد، 6/38 درصد برآورد شد (جدول-2). در این میان ارقام، اینیاء-66 و روشن، بیشترین تعداد دانه در بوته و کمترین وزن دانه و رقم شعله، کمترین تعداد دانه در بوته و بیشترین وزن دانه را دارا بودند، اما اختلاف معنی­داری بین ارقام از نظر میزان تغییرات وزن خشک هر دانه مشاهده نشد (جدول 2). مقایسه میانگین وزن خشک هر دانه نشان داد که ارقام از نظر این صفت، پاسخ متفاوتی به تنش شوری نشان دادند (جدول 2).

جدول 1- تجزیه واریانس صفات مورد مطالعه در ارقام گندم نان تحت تنش شوری

Table 1. Analysis of variance for features studied in bread wheat cultivars under salinity stress

^*، ^** و ^ns: به‌ترتیب معنی‌داری در سطوح احتمال پنج و یک درصد و عدم معنی‌داری. CV: ضریب تغییرات، HI: شاخص برداشت، CR: انتقال مجدد کربوهیدرات‌ها، RWC: محتوای نسبی آب

^Ns, ^* and ^**: non-significant and significant at 5% and 1% of probability levels, respectively.CV: Coefficient of Variation. HI: Harvest Index, CR: Carbohydrate Remobilization, RWC: Relative Water Content.

تعداد دانه در هر سنبله از جمله اجزای عملکردی است که در اثر تنش شوری کاهش می‌یابد (Chamekh et al., 2015; Sharbatkhari et al., 2016). تعداد دانه، توسط قابلیت دسترسی به شیره پرورده قبل از گل‌دهی تعیین می‌شود (Hay & Walker, 1989). در ارقام متحمل به شوری، احتمالاً محدودیتی در تجمع مواد فتوسنتزی قبل از مرحله گل‌دهی وجود ندارد و این ارقام، تعداد زیادی دانه تولید می­کنند. این در حالی است که در ارقام حساس به شوری ممکن است محدودیت تجمع مواد فتوسنتزی قبل از مرحله گل‌دهی، سبب کاهش تعداد دانه در این ارقام شود (Rahnama et al., 2011; Poustini & Siosemardeh, 2004). بنابراین بر اساس گزارش‌ها و نتایج این آزمایش می‌توان بیان داشت که تعداد بیشتر دانه در سنبله، به‌عنوان یک شاخص برای انتخاب ارقام در شرایط تنش قابل استفاده است (Simmen et al., 1993). وزن خشک دانه به‌طور معنی‌داری تحت تأثیر تنش شوری کاهش یافت. میزان کاهش وزن دانه در مقایسه با تیمار شاهد 7/15 درصد به­دست آمد (جدول 2). در خصوص اثر شوری بر وزن دانه، تحقیقات قبلی نیز نتایج مشابهی را مبنی بر کاهش وزن دانه در اثر تنش شوری گزارش کرده‌اند (Rahnama et al., 2011). به عبارتی، با افزایش تعداد دانه در بوته از وزن دانه کاسته می‌شود که این امر را تحت عنوان اثر جبرانی اجزاء عملکرد می‌شناسند (Moral et al., 2003).

جدول 2- درصد تغییرات برخی از صفات مورد بررسی در ارقام گندم نان تحت تنش شوری

Table 2. Percentage of the changes in traits studied in bread wheat cultuvars under salinity stress

علاوه بر این، شوری به‌طور معنی‌دار عملکرد دانه در سنبله اصلی را هم کاهش داد (شکل 1ب) و میزان این کاهش در شوری نسبت به شاهد، 7/50 درصد بود (جدول 2). ارقام نیز از نظر عملکرد دانه، اختلاف معنی‌داری با یکدیگر داشتند. ارقام روشن، اینیاء-66، کرج-2 و قدس، بیشترین و ارقام شعله و خزر-1، کمترین میزان عملکرد دانه را دارا بودند. بیشترین میزان تغییرات عملکرد دانه در بوته در ارقام قدس، کرج-2 و مهدوی و کمترین میزان تغییرات در ارقام اینیاء-66، روشن و شعله مشاهده شد (جدول 2). در بررسی‌های صورت گرفته نیز نتایج مشابهی از تأثیر تنش شوری بر کاهش عملکرد دانه گزارش شده است (Chamekh et al., 2015; Sharbatkhari et al., 2016). به نظر می‌رسد که کاهش عملکرد دانه در ارقام متحمل به شوری، عمدتاً ناشی از کاهش وزن هزار دانه بوده است و این در حالی است که در ارقام حساس، کاهش تعداد دانه، سبب کاهش عملکرد دانه می‌شود (Rahnama et al., 2011). همچنین کاهش عملکرد دانه می‌تواند ناشی از محدودیت منبع یا مخزن در شرایط تنش باشد (Poustini & Siosemardeh, 2004).

شکل 1- A) اثر متقابل رقم و شوری بر محتوای آب نسبی، B) اثر متقابل رقم و شوری بر وزن دانه در هر بوته، C) اثر متقابل رقم و شوری بر نسبت پتاسیم به سدیم برگ وD) اثر متقابل رقم و شوری بر نسبت پتاسیم به سدیم دانه. وجود حداقل یک حرف مشترک حاکی از عدم تفاوت معنی­دار بین ارقام گندم در سطح احتمال پنج درصد است.

Figure 1. A) Effect of wheat cultivars and salinity on relative water content (RWC).  B) Effect of wheat cultivars and salinity on grain weight per spike (g). C) Effect of wheat cultivars and salinity on leaf K⁺/Na⁺ ratio. D) Effect of wheat cultivars and salinity on leaf K⁺/Na⁺ ratio.   In all figures common letters on the bars indicate non-significant difference among cultivars in 0.05 probability levels.

اثر تنش شوری بر عملکرد زیستی

عملکرد زیستی به‌عنوان یکی از معیارهای ارزیابی تحمل شوری محسوب می‌شود (Schatchman et al.,1991). در این بررسی، عملکرد زیستی در شرایط شوری در حدود 1/53 درصد کاهش یافت (جدول 2). رقم روشن، بیشترین و ارقام شعله و قدس، کمترین میزان عملکرد زیستی را به خود اختصاص دادند.

در خصوص چگونگی کاهش وزن خشک اندام‌های گیاهی در اثر تنش شوری، مکانیسم‌های مختلفی پیشنهاد شده است که از جمله این مکانیسم‌ها می‌توان به موارد زیر اشاره کرد: 1-­ در اثر تنش شوری، محتوای نسبی آب و پتانسیل فشاری گیاه کاهش می‌یابد. به دنبال این اتفاق، تکثیر و تقسیم سلولی و انتقال عناصر غذایی کاهش می‌یابد. علاوه بر این، به دلیل کاهش پتانسیل فشاری، ورود CO₂ به درون برگ‌های گیاه در اثر بسته شدن روزنه‌ها کاهش می‌یابد و این خود در تولید ماده خشک توسط گیاه محدودیت ایجاد می‌کند. این مکانیسم می‌تواند توجیه‌کننده همبستگی مثبت و معنی‌دار مشاهده شده بین محتوای نسبی آب و عملکرد زیستی باشد؛ 2- گیاه در مواجه با تنش شوری، از مکانیسم‌های مختلفی جهت مقابله با تنش استفاده می‌کند. از جمله این مکانیسم‌ها می‌توان به تنظیم اسمزی اشاره کرد. در تنظیم اسمزی، گیاه از ترکیبات آلی استفاده می‌کند که سنتز آن‌ها نیازمند انرژی است. تأمین انرژی متابولیک در ارتباط با تنظیم اسمزی سلول، عامل اصلی محدودکننده رشد در شرایط تنش شوری محسوب می­شود؛ 3- ­در تنش شوری، تعادل عناصر غذایی از بین می‌رود. در چنین شرایطی، فرایندهای حیاتی مؤثر در تولید ماده خشک مختل می‌شود؛ 4-­ در شرایط تنش شوری، جذب عناصر غذایی مانند کلسیم، پتاسیم و دیگر عناصر غذایی کاهش پیدا می‌کند. این امر باعث اختلال در نسبت عناصر و یا مختل شدن فعالیت آنزیم‌ها توسط سمیّت ناشی از تجمع سدیم و کمبود عناصر غذایی می‌شود (Volkmar et al., 1998). در گیاهان، حفظ نسبت بالایی از پتاسیم به سدیم در سیتوزول جهت کارکرد مطلوب سلول‌های گیاهی ضروری است (Chinnusamy et al., 2005).

بر اساس گزارش­های موجود، به‌دلیل فقدان همبستگی بین تحمل نسبی و مطلق در ژنوتیپ­های گندم و دیگر غلات می­توان چنین نتیجه­گیری کرد که در آینده، شناخت ژنوتیپ­های متحمل و حساس از نظر درصد تغییرات نسبت به محیط حائز اهمیت است، چرا که در چنین شرایطی، ژنوتیپ­هایی که کمترین افت عملکرد بوته یا دانه را داشته باشند، با وجود این که ممکن است از نظر ظرفیت عملکرد دانه جزو ژنوتیپ­های متحمل طبقه بندی نشوند، ولی به دلیل آن­که دارای حداکثر تجمع ژن­های متحمل به تنش بودند، می­توان از آن­ها در کارهای اصلاحی و ایجاد ارقام مقاوم به تنش استفاده کرد (Richards, 1993).

اثر تنش شوری بر محتوای نسبی آب

طبق نتایج مقایسه میانگین، شوری به‌طور معنی‌داری سبب کاهش محتوای نسبی آب شد که میزان این کاهش در تیمار شوری نسبت به شاهد، 5/21 درصد بود (جدول 2). ارقام روشن و اینیاء-66، بیشترین و رقم شعله، کمترین میزان محتوای نسبی آب را دارا بودند (شکل 1الف). کاهش محتوای نسبی آب اندام‌های گیاهی در اثر تنش شوری در پژوهش‌های دیگر نیز گزارش ‌شده است (Khakwani et al., 2011; Ghodgi et al., 2012; Spano & Battega, 2016). احتمالاً کاهش محتوای نسبی آب در شرایط شوری نسبت به شاهد، ناشی از تجمع یون‌های سدیم و کلر و همچنین تجمع اسمولیت‌های سازگار در سلول‌های برگ است (Munns et al., 2006)، تا سبب کاهش پتانسیل اسمزی شود. در چنین شرایطی، برگ گیاه تحت شرایط شوری نسبت به شاهد، آب بیشتری جذب می‌کند و وزن آماس برگ (در زمان اندازه­گیری در آزمایشگاه) افزایش پیدا می‌کند. وزن آماس با محتوای نسبی آب رابطه معکوس دارد، به این معنی که هر چه وزن آماس برگ (در آزمایشگاه) بیشتر باشد، نشان دهنده این است که محتوای آب برگ در مزرعه، کمتر بوده است. همچنین مشابه با نتایج این بررسی، محتوای نسبی آب بافت‌ها در ارقام متحمل به شوری به‌ مراتب بیشتر از ارقام حساس به شوری گزارش شده است (Mandhania et al., 2006). تنظیم اسمزی با تجمع مواد محلول سازگار در سلول‌های گیاهی تحت تنش، سبب تنظیم روزنه‌ای و غیر روزنه‌ای فتوسنتز می‌شود و در نتیجه، رشد و عملکرد بالاتر گیاه را به همراه دارد (Niknam et al., 2003). بنابراین ارقامی که در شرایط تنش توانایی بیشتری در حفظ محتوای نسبی آب داشته باشند، قادر به تولید زیست توده بیشتری در مقایسه با سایر ارقام خواهند بود. بالا بودن عملکرد در ارقامی که محتوای نسبی آب بالاتری دارند در دیگر مطالعات نیز گزارش‌ شده است (Merah, 2001).

اثر تنش شوری بر غلظت پتاسیم

اثر شوری و رقم بر غلظت پتاسیم برگ در سطح احتمال یک درصد معنی‌دار شد (جدول-2). مقایسه میانگین سطوح شوری حاکی از آن بود که تنش شوری به‌طور معنی‌داری غلظت پتاسیم را 8/30 درصد در برگ کاهش داد (جدول-2). در سایر مطالعات انجام شده در شرایط تنش شوری گزارش‌شده است که با افزایش غلظت شوری، غلظت پتاسیم موجود در کل گیاه و بافت‌های خاص گیاه کاهش می‌یابد (Sharbatkhari et al., 2016; Spano & Battega, 2016). جذب پتاسیم همانند دیگر عناصر غذایی، تحت تأثیر شرایط محیطی و شیوه‌های مدیریتی قرار می‌گیرد. مطالعات متعددی نشان داده است که با افزایش یون سدیم در محیط، غلظت پتاسیم در بافت‌های گیاهی کاهش می‌یابد و این کاهش، ناشی از رقابت بین سدیم و پتاسیم جهت ورود به درون سلول است (Davenport, 2005). پتاسیم در ایجاد پتانسیل اسمزی، تعادل آبی گیاه (Marschner, 1995)، سنتز کربوهیدرات‌ها (Amtmann & Sanders, 1999) و همچنین انتقال مجدد کربوهیدرات‌ها نقش مهمی دارد. بنابراین وجود غلظت‌های بالای پتاسیم در بافت‌های گیاهی، به‌عنوان یکی از شاخص های تحمل برای ارزیابی ارقام متحمل به شوری قابل استفاده است.

اثر تنش شوری بر غلظت سدیم 

اثر رقم و شوری در سطح احتمال یک درصد بر غلظت سدیم برگ معنی‌دار شد. مقایسه میانگین‌ها نشان داد که شوری به‌طور معنی‌داری غلظت سدیم را در اندام‌های مورد بررسی افزایش داد و میزان افزایش غلظت سدیم برگ، 4/37 درصد به‌دست آمد (جدول 2). در این رابطه، ارقام قدس و شعله، بیشترین و ارقام روشن و اینیاء-66، کمترین تجمع را داشتند.

طبق نتایج مشاهده شده، دفع سدیم از برگ، تنظیم اسمزی را در گیاهان تحت تنش شوری محدود نکرد و دیگر اسمولیت­ها از قبیل کربوهیدرات‌ها، نقش مهمی را در تنظیم اسمزی به‌صورت مستقل از تجمع سدیم ایفا کردند. نتایجی مشابه با این مطالعه از مقایسه پنج ژنوتیپ گندم گزارش ‌شده است (Sharbatkhari et al., 2016). در خصوص نقش سدیم در تنظیم اسمزی، برخی معتقدند که این عنصر نقش کلیدی در تنظیم اسمزی در شرایط شوری دارد (Poustini et al., 2007) و سایر نتایج نشان داده است که سدیم تأثیری بر روابط آبی و رشد گیاه ندارد و ژنوتیپی دارای بالاترین تنظیم اسمزی شناخته شده است که دارای میزان پایینی از تجمع سدیم بوده است (Rivelli et al., 2002).  نتایج پژوهش‌های قبلی نیز نشان دهنده آن است که با افزایش شوری، غلظت سدیم موجود در ارقام به‌خصوص ارقام حساس افزایش پیدا می‌کند (Rahnama et al., 2011). اولین اثر سمیّت سدیم، به تأثیر آن بر غشاء سلولی مربوط می‌شود، به‌طوری‌که یون سدیم بجای یون کلسیم در غشا قرار می‌گیرد و قابلیت نفوذپذیری غشاء افزایش می‌یابد و در ادامه، سبب افزایش غلظت سدیم در سیتوپلاسم می‌شود که اثرات منفی بر فرایندهای متابولیکی دارد (Cramer, 2002). بنابراین، افزایش شدید مقدار سدیم در رقم قدس و شعله حاکی از آن است که این ارقام نسبت به دیگر ارقام به شرایط شوری حساس‌ترند. در واقع، دفع سدیم به‌عنوان یکی از مکانیسم‌های تحمل به شوری، سبب کاهش انباشت سدیم و حفظ فعالیت فتوسنتزی بالا برای تولید بیشتر عملکرد زیستی می‌شود. این امر در مراحل گرده‌افشانی، سبب عرضه آسمیلات­ها از برگ‌ها به خوشه و دانه‌های در حال پر شدن می‌شود (Husain et al., 2003) و در نهایت عملکرد دانه افزایش می‌یابد.    

اثر تنش شوری بر نسبت پتاسیم به سدیم

اثر رقم و شوری در سطح احتمال یک درصد بر نسبت پتاسیم به سدیم پهنک، غلاف، ساقه و دانه معنی‌دار بود (در جدول 2؛ تنها نتایج مربوط به پهنک برگ ارائه شده است). در این بررسی، رقم روشن و اینیاء-66، بیشترین نسبت پتاسیم به سدیم را در پهنک (شکل 1ج)، غلاف و دانه (شکل 1د) نشان داشتند. در مورد بالاترین نسبت پتاسیم به سدیم در ساقه را رقم روشن به خود اختصاص داد. در سایر بررسی­های انجام روی پانزده رقم گندم تحت شرایط شوری مشخص شده است که ارقام متحمل، دارای بالاترین نسبت پتاسیم به سدیم در اندام‌های خود بودند (Goudarzi & Pakniat, 2008). نسبت مطلوب پتاسیم به سدیم به‌منظور تنظیم اسمزی، حفظ فشار تورژسانس، عملکرد روزنه‌ها، فعالیت آنزیم‌ها، سنتز پروتئین‌ها، متابولیسم اکسیدان‌ها و فتوسنتز مهم و ضروری است (Zheng et al., 2008). بنابراین کاهش نسبت پتاسیم به سدیم در ارقام حساس می‌تواند به‌دلیل عدم توانایی این ارقام در جلوگیری از ورود یون سدیم به داخل و یا عدم توانایی این ارقام در کنترل تجمع سدیم در بافت‌های خود باشد. در مطالعات بسیاری، از نسبت پتاسیم به سدیم به‌عنوان یک شاخص کارآمد جهت شناسایی ژنوتیپ‌های متحمل به شوری در گیاهان استفاده ‌شده است (Poustini & Siosemardeh. 2004; Munns et al., 2005).

اثر تنش شوری بر انتقال مجدد کربوهیدرات­ها

در این آزمایش، شوری به‌طور معنی‌داری سبب افزایش انتقال مجدد کربوهیدرات‌ها از ساقه شد (شکل 2) و میزان این افزایش در شرایط تنش نسبت به شاهد، 8/36 درصد به­دست آمد (جدول 2). گزارش‌های صورت گرفته نیز افزایش انتقال مجدد کربوهیدرات‌ها را در شرایط تنش تأیید می‌کنند (Gupta et al., 2011; Radi et al., 2013). به‌طورکلی، افزایش انتقال مجدد کربوهیدرات­ها در شرایط تنش می‌تواند به علت تقاضای بیشتر مخزن در شرایط محدود شدن فتوسنتز جاری باشد، زیرا تقاضای مخزن، عامل ابتدایی تعیین‌کننده انتقال مجدد ساقه محسوب می­شود (Bonnet & Incoll, 1993). همچنین ارقام مورد مطالعه از نظر توان انتقال مجدد کربوهیدرات‌های ساقه، اختلاف معنی‌داری داشتند. در این خصوص، رقم روشن و اینیاء-66، بیشترین و سایر ارقام، میزان کمتری انتقال مجدد کربوهیدرات‌ها را به خود اختصاص دادند.

شکل 2- اثر متقابل رقم و شوری بر انتقال مجدد کربوهیدرات. وجود حداقل یک حرف مشترک حاکی از عدم تفاوت معنی دار بین ارقام گندم در سطح احتمال پنج درصد است.

Figure 2. Effect of wheat cultivars and salinity on carbohydrate remobilization. In the figure common letters on the bars indicate non-significant difference among cultivars in 0.05 probability levels.

از آن‌جا ‌که در مرحله پر شدن دانه، عوامل تنش‌زای زنده و غیرزنده مختلفی منجر به کاهش فتوسنتز جاری می‌شوند (Bdukli et al., 2007)، بنابراین می‌توان بیان داشت که پرشدن دانه، از حساس‌ترین مراحل رشدی گیاه به تنش‌های محیطی محسوب می‌شود (Zareian et al., 2014). در واقع کربن مورد نیاز برای پرشدن دانه گندم از سه منبع تأمین می‌شود: فتوسنتز جاری گیاه (برگ و ساقه)، انتقال مجدد ذخایر کربن موجود در اندام‌های رویشی و فتوآسمیلات‌های تولید شده در ریشک­های گیاه (Plaut et al., 2004). در شرایط تحت تنش، تقاضا برای استفاده از ذخایر ساقه افزایش پیدا می‌کند؛ بنابراین انتقال مجدد ذخایر ساقه به‌عنوان یک فرایند پشتیبانی‌کننده مهم می‌تواند تا حدود زیادی کاهش عملکرد دانه را جبران نماید (Palta et al., 1994). کربوهیدرات‌ها نه‌تنها به‌عنوان یک اسمولیت در شرایط تنش جهت تنظیم اسمزی مورداستفاده قرار می‌گیرند، بلکه از این طریق، نقش مهمی در تعیین عملکرد و سازگاری گیاه به شرایط نامساعد محیطی دارند. گزارش‌ها حاکی از آن است که سهم کربوهیدرات‌ها در عملکرد، بسته به شرایط محیطی و رقم، شدیداً متفاوت است و می‌تواند از 10 تا 20 درصد در شرایط بدون تنش (Shearman et al., 2005) و تا بیش از 50 درصد تحت تنش شدید در پر شدن دانه سهم داشته باشد. به­همین دلیل، توانایی ذخیره­سازی و انتقال مجدد کربوهیدرات‌ها از ساقه به‌عنوان یک شاخص مطلوب در شناسایی ارقام متحمل به تنش استفاده می‌شود.

از سوی دیگر، ارتباط بین انتقال مجدد و محتوای نسبی آب می­تواند تعیین کننده تحمل ارقام به تنش باشد. ژنوتیپ‌های متحمل از طریق انباشت یون‌های معدنی (سدیم، کلر و پتاسیم) و یا محلول‌های آلی مانند کربوهیدرات‌ها و اسید آمینه­ها، تنظیم اسمزی را در سلول‌های خود انجام می‌دهند که این خود باعث تداوم جذب آب در پتانسیل‌های پایین آب خاکمی‌شود (Sharbatkhari et al., 2016). تنظیم اسمزی، ارتباط بین تورژسانس و محتوای نسبی آب را تغییر می‌دهد. در شرایط تنش شوری، به‌واسطه افزایش اسمولیت‌ها به‌منظور تنظیم اسمزی، فشار تورژسانس تغییر نمی‌کند (James et al., 2002)، اما از آنجا ‌که تجمع این اسمولیت­ها سبب جذب آب بیشتر و متعاقبا افزایش وزن آماس برگ می‌شوند، میزان محتوای نسبی آب کاهش می­یابد (Munns et al., 2006). شاخص محتوای نسبی آب، به دلیل سهولت اندازه‌گیری، وراثت­‌پذیری بالا و ‌هزینه کم، آن را به­عنوان یک شاخص مطلوب در انتخاب ژنوتیپ‌های متحمل در شرایط تنش شدید پیشنهاد می­کند (Zhou & Yu, 2010).

نتیجه‌گیری کلی

نتایج پارامترهای مورد بررسی در این آزمایش حاکی از آن‌ است که تجمع سدیم در منبع و مخزن در شرایط شوری، سبب کاهش تولید، تجمع و انتقال مواد فتوسنتزی شده است یا تأثیر تنش بر تسهیم مواد دانه، کاهش تقاضای مقصد را در پی داشته و به دنبال آن، تولید ماده خشک و عملکرد دانه در گیاه کاهش یافته است. در مقایسه ارقام تحت بررسی در این آزمایش، ارقام متحمل، بیشترین محتوای نسبی آب و عملکرد دانه و در عین حال کمترین تغییرات عملکرد دانه در بوته و همچنین بالاترین انتقال مجدد را به خود اختصاص دادند. با توجه به همبستگی بین انتقال مجدد کربوهیدرات­های محلول با سایر صفات و به‌خصوص نقشی که کربوهیدرات‌ها به‌عنوان یک اسمولیت در تنظیم اسمزی دارند و همچنین نقش و اهمیت انتقال مجدد آن‌ها در پر شدن دانه، می­توان بیان داشت که مکانیسم انتقال مجدد کربوهیدرات‌ها می‌تواند به‌عنوان یکی از مکانیسم‌های تحمل به شوری در ارزیابی ارقام مورد استفاده قرار گیرد.

REFERENCES

1. Ahmad, P., Azooz, M. & Prasad, M. N. V. (2012). Ecophysiology and responses of plants under salt stress. (3^rd ed). Springer Science & Business Media.
2. Ahmad, P. & Sharma, S. (2008). Salt stress and phyto-biochemical responses of plants. Plant Soil Environment, 54(3), 89–99.
3. Amtmann, A. & Sanders, D. (1999). Mechanisms of Na⁺ uptake by plant cells. Journal of Advances in Botanical Research, 29, 76-112.
4. Asish Kumar, P. & Bandhu Das, A. (2005). Salt tolerance and salinity effects on plants: a review. Journal of Ecotoxicology and Environmental Safety, 60, 324 349.
5. Bdukli, E., Celik, N. & Turk, M. (2007). Effects of post anthesis drought stress on the stem– reserve mobilization supporting grain filling of two rowed barley cultivars at different levels of nitrogen. Journal of biological Science, 7, 949-953.
6. Bonnet, G. D. & Incoll, L. D. (1993). Effects on the stem of winter barley of manipulating the source and sink during grain filling. Journal of Experimental Botany, 44, 83-91.
7. Chamekh, Z., Karmousb, C., Ayadi, S., Sahli, A., Hammami, Z., Fraj, M. B., Benaissa, N., Trifa, Youssef. & Slim-Amara, H. (2015). Stability analysis of yield component traits in 25 durum wheat (Triticum durum) genotypes under contrasting irrigation water salinity. Journal of Agricultural Water Management, 152, 1–6.
8. Chinnusamy, V., Jagender, A. & Zhu, J. (2005). Understanding and improving salt tolerance in plants. Journal of Crop Science, 45, 437-448.
9. Cramer, G. R. (2002). Sodium- calcium interactions under salinity stress. (pp. 205-228.). Springer.
10. Davenport, R., James, R. A., Zakrisson-Plogander, A., Tester, M. & Munns, R. (2005). Control of sodium transport in durum wheat. Journal of Plant Physiology, 137, 807-818.
11. Dreccer, M., Van-Herwaarden, A. & Chapman, S. (2009). Grain number and grain weight in wheat lines contrasting for stem water soluble carbohydrate concentration. Journal of Field Crop Research, 112, 43–54.
12. Ehdaie, B., Alloush, G. A. & Waines, J.G. (2008). Genotypic variation in linear rate of grain growth and contribution of stem reserves to grain yield in wheat. Journal of Field Crops Research, 106, 34–43.
13. M. & Pakniat, H. (2008). Evaluation of wheat cultivars under salinity stress based on some agronomic and physiological traits. Journal of Agriculture and Social Science, 4, 35–8.
14. Gupta, A. K., Kaur, K. & Kaur, N. (2011). Stem reserve mobilization and sink activity in wheat under drought conditions. American Journal of Plant Sciences, 2, 70-77.
15. Ghogdi, E. A., Izadi-Darbandi, A. & Borzouei, A. (2012). Effects of salinity on some physiological traits in wheat (Triticum aestivum) cultivars. Indian Journal of Science and Technology, 5, 1901-1906.
16. Hay, R. K. M. & Walker, A. J. (1989). An Introduction to the Physiology of Crop Yield. Longman Scientific & Technical: Harlow; 292 pp. ISBN 0582408083
17. Husain, S., Munns, R. & Condon, A. G. (2003). Effect of sodium exclusion trait on chlorophyll retention and growth of durum wheat in saline soil. Australian Journal of Agricultural Research, 54, 589– 597.
18. James, R. A., Rivelli, A. R. Munns, R. & Caemmerer, S. (2002). Factors affecting CO₂ assimilation, leaf injury and growth in salt-stressed durum wheat. Functional Plant Biology, 29, 1393–1403.
19. Joodi, M. (2010). Study of storage and carbohydrate remobilization potential in wheat cultivars. PhD. Thesis. Faculty of science and agricultural engineering, Iran. (In Persian)
20. Kafi, M., Borzooei, A., Salehi, M., Kamandi, A., MAsoomi, A. & Nabati, J. (2011). Physiology of abiotic stresses in plants. Jahad University of Mashhad. 502 pp. (In Persian)
21. Khakwani, A. A., Dennett, M. D. & Munir. M. (2011). Drought tolerance screening of wheat varieties by inducing water stress conditions. Songklanakarin Journal of Science and Technology, 33, 135-141.
22. Koyro, H. W., Ahmad, P. & Geissler, N. (2012). Abiotic stress responses in plants: an overview. (pp.1–28.) Springer Science.
23. Mandhania, S., Modan, S. & Sawhney, V. (2006). Antioxidant defense mechanism under salt stress in wheat seedlings. Journal of Biologia Plantarum, 50(2), 227-231.
24. Marschner, H. (1995). Mineral nutrition of higher plants. Academic Press.
25. Merah, O. (2001). Potential importance of water status traits for durum wheat improvement under Mediterranean condition. Journal of Agriculture Science Cambridge. 137, 139-145.
26. Moral, G. L. F., Rharrbati, Y., Villegas, D. & Royo, C. (2003). Evaluation of grain yield and its components in durum wheat under Mediterranean conditions: An ontogenic approach. Journal of Agronomy, 95, 266-274.
27. Munns, R. (2005). Genes and salt tolerance: bringing them together. Journal of New Phytologist, 167,645–663.
28. Munns, R., James, R. A & Lauchli, A. (2006). Approaches to increasing the salt tolerance of wheat and other cereals. Journal of Experimental Botany, 1-19.
29. Niknam, S. R., Ma, Q. & Turner, W. (2003). Osmotic adjustment and seed yield of Brassica napus and juncea genotypes in a water-limited environmental in south Western Australia. Australian Journal of Experimental Agriculture. 43, 1127-1135.
30. Palta, J. A., Kobata, T. & Turner N. C. (1994). Remobilization of carbon and nitrogen in wheat as influenced by post-anthesis water deficits. Journal of Crop Science. 34, 118-124.
31. Plaut, Z., Butow, B. J., Blumenthal, C.S. & Wrigley, C. W. (2004). Transport of dry matter into developing wheat kernels and its contribution to grain yield under post-anthesis water deficit and elevated temperature. Journal of Field Crops Research, 86, 185–198.
32. Poustini, K. & Siosemardeh, A. (2004). Ion distribution in wheat cultivars in response to salinity stress. Journal of Field Crops Research, 85, 125–133.
33. Poustini, K., Siosemardeh, A. & Ranjbar, M. (2007). Proline accumulation as a response to salt stress in 30 wheat (Triticum aestivum) cultivars differing in salt tolerance. Genetic Resources and Crop Evolution, 54, 925–934.
34. Radi, A. A., Farghaly, F. A. & Hamada, A. M. (2013). Physiological and biochemical responses of salt-tolerant and salt-sensitive wheat and bean cultivars to salinity. Journal of Biology and Earth Science, 3(1), 72-88.
35. Rahnama, A., Poustini, K., Tavakkol-Afshari, R., Ahmadi, A. & Alizadeh, H. (2011). Growth properties and ion distribution in different tissues of bread wheat genotypes (Triticum aestivum) differing in salt tolerance. Journal of Agronomy and Crop Science, 197, 21–30.
36. Richards, R. A. (1993). Should selection for yield in saline regions be made on saline or non-saline? Journal of Euphytica, 32, 431-438.
37. Rivelli, A. R., James, R. A., Munns, R. & Condon, A. G. (2002). Effect of salinity on water relations and growth of wheat genotypes with contrasting sodium uptake. Functional Plant Biology, 29, 1065–1074.
38. Schatchman, D. P., Munns, R. & Whitecross, M. I. (1991). Variation in sodium exclusion and salt tolerance in Triticum tauschii. Journal of Crop Science, 31, 992-997.
39. Sharbatkhari, M., Shobbar, Z. S., Galeshi, S. & Nakhoda, B. (2016). Wheat stem reserves and salinity tolerance: molecular dissection of fructan biosynthesis and remobilization to grains. Planta, 244, 191–202.
40. Shearman, V. J., Sylvester-Bradly, R., Scott, R. K. & Fulkes, M. J. (2005). Physiological processes associated with wheat yield progress in the UK. Journal of Crop Science, 45, 175-185.
41. Simmen, U., Obenland, D., Boller, T. & Wiemken, A. (1993). Fructan synthesis in excised barley leaves. Journal of Plant Physiology, 101, 459-468.
42. Spano, C. & Bottega, S. (2016). Durum wheat seedlings in saline conditions: Salt spray versus root zone salinity. Journal of Estuarine, Coastal and Shelf Science, 169, 173-181.
43. Turkan, I., Bor, M., Ozdemir, F. & Koca, H. (2005). Differential response of lipid peroxidation and antioxidants in the leaves of drought-tolerant acutifolia gray and drought-sensitive P. vulgaris L. subjected to polyethylene glycol mediated water stress. Plant science, 168, 223-231.
44. Volkmar, K. M., Hu, Y. & Steppuhu, H. (1998). Physiological responses of plants to salinity, a Review. Canadian Journal of Plant Science, 78, 19-27.
45. Yue, Y., Zhang, M., Zhang, J., Duan, L. & Li, Z. (2012). SOS1 gene over expression increased salt tolerance in transgenic tobacco by maintaining a higher K⁺/Na⁺ Journal of Plant Physiology, 169, 255– 261.
46. Zareian, A., Yari, L. & Tabatabaei, S. A. (2014). Dry matter accumulation and remobilization in grain wheat cultivars under drought stress and potassium foliar application treatments. Electronic Journal of Biology, 10(1), 1-6.
47. Zheng, Y., Jiac, A., Ning, T., Xud, J, Li, Z. & Jiang, G. (2008). Potassium nitrate application alleviates sodium chloride stress in winter wheat cultivars differing in salt tolerance. Journal of Plant Physiology, 165, 1455-1465.
48. Zhou, Q. & Yu, B. (2010). Changes in content of free conjugated and bond polyamines and osmotic adjustment in adoption of vetiver grass to water deficit. Plant Physiology and Biochemical, 48(6), 417-425.

[1]- Relative Water Content (RWC)