Evaluation of physiological and yield characteristics of safflower cultivars in response to salicylic acid foliar application and late- season heat stress

Document Type : Research Paper

Authors

1 College of Agriculture, Shahid Chamran University of Ahvaz, Iran

2 College of Agriculture, Shahid Chamran University of Ahvaz

3 Agronomy and Plant Breeding Dep., Collage of Agriculture, Shahid Chamran Uni.

4 McGill University, Montreal, Canada

Abstract

In order to investigate the simultaneous effects of natural high temperature stress and salicylic acid foliar application on photosynthetic capacity and yield of safflower, a field experiment was carried out as a split-factorial, at Shahid Chamran University of Ahvaz in 2017-18. Experimental factors included three temperature treatments (control, mild and severe temperature stresses) as the main plot, salicylic acid application at three levels (0, 200 and 400 ppm) and safflower cultivars as sub plots. Results showed that under control temperature and SA application, the important characteristics such as seed yield, photosynthesis and transpiration rates had significant superiority than similar treatments. At mild-temperature stress, spraying modulated negative effect of temperature on the important characters, and there was no significant difference between two concentrations of salicylic acid (200 and 400ppm). By the intensity of temperature stress, differences between safflower cultivars and the spraying concentrations were appeared; so that, under severe temperature stress, Goldasht and Faraman cultivars had more stability, photosynthesis sustainability and growth. In all cultivars, photosynthesis rate high positive correlation with yield. According to the physiological changes and safflower yield in response to intensify environmental temperature and semi-resistant severe-temperature stress, it seems that salicylic acid spraying was more effective on completing the growth stages and achiving the potential yield of Goldasht and Faraman cultivar at high-temperature stress.

Keywords

Full Text

مقدمه

گلرنگ زراعی با نام علمی .Carthamus tinctorius L از جمله گیاهان دانه روغنی قدیمی تقریبأ فراموش شده است که در مقایسه با سایر دانه‌های روغنی، به‌طور گسترده در سراسر جهان کشت نمی­شود (Tang et al., 2010). مناطق تولید و کشت و کار گلرنگ، عمدتأ مناطق مستعد تنش مانند مناطق کم­باران یا مناطق دارای نوسانات دمایی هستند (Canavar et al., 2014). امروزه گلرنگ به‌دلیل توانایی در مقابله با شرایط نامساعد جوی (Bortolheiro and Silva, 2017)، مشخص شدن ارزش غذایی و کیفیت روغن و اهمیت آن در سوخت زیستی، در بسیاری از مناطق دنیا کشت می‌شود (Canavar et al., 2014). گلرنگ دارای سطوح بالایی از اسیدلینولئیک است و همچنین در مقایسه با سایر دانه­های روغنی، از بالاترین نسبت چربی­های غیراشباع به اشباع برخوردار است (Ny & Rah, 2015)؛ بنابراین افزایش تقاضا و گرمایش جهانی، از عوامل بسیار مهم در برنامه‌های تحقیق و توسعه کشت گیاهان روغنی مانند گلرنگ در شرایط پرتنش امروزی می‌باشند.

افزایش گرمایش جهانی، تأثیرات نامطلوبی بر کلیه جنبه‌های رشدی و فیزیولوژیکی گیاهان بر جای خواهد گذاشت (Kotak et al., 2007; Jam et al., 2012). در بین تنش‌های غیرزیستی مؤثر بر رشد گیاهان، تنش دمای بالا، به‌عنوان تهدیدی جدی برای دستیابی به پتانسیل تولید گیاهان زراعی محسوب می­شود (Min et al., 2018). دمای بالای محیط، اغلب همراه با تابش شدید نور خورشید، تنش خشکی و باد شدید می­باشد که تمام این موارد می­توانند خسارت وارده به گیاه را تشدید نمایند و منجر به کاهش عملکرد اقتصادی شوند (Dabbert & Gore, 2014). دمای بالا باعث بسته شدن روزنه­ها (Kotak et al., 2007)، کاهش غلظت دی­اکسید کربن در سلول­های مزوفیل برگ (Dabbert & Gore, 2014) و درنتیجه تجمع NADPH در کلروپلاست (Hamidou et al., 2013) و در نهایت کاهش فتوسنتز (Jam et al., 2012) می­شود. با این حال، ارقام، از سازوکارهای محافظتی متفاوتی برای مقاومت و دفاع در برابر اثرات نامطلوب ناشی از دمای بالا استفاده می­کنند Kabiri et al., 2014)).

اگرچه زمانی‌که گیاهان در معرض شرایط نامساعد رشد و تنش قرار می­گیرند، علاوه بر توانایی ذاتی خود، با بکارگیری رهیافت­های مختلف به مقابله با تنش‌های محیطی می­پردازند، اما در بسیاری از مواقع، این سیستم برای ادامه رشد و بقای گیاه ناکافی است. به‌منظور تعدیل­سازی و کاهش شدت تنش در چنین مواقعی، برخی از تنظیم­کننده­های رشد گیاهی مورد استفاده قرار می‌گیرند (Zhang & Li, 2012). امروزه محلول­پاشی اسیدسالیسیلیک (SA) به عنوان یکی از راهکارهای مطمئن در افزایش تحمل گیاهان به تنش های محیطی مانند افزایش ناگهانی و تدریجی دمای هوا معرفی شده است. تحقیقات نشان داده است که اسیدسالیسیلیک­ به عنوان یک فیتوهورمون کاربردی با وزن مولکولی پایین، در کاهش تأثیرات منفی تنش­های زیستی و غیرزیستی در گیاهان نقش دارد (Abreu & Munne-Bosch, 2008). همچنین اسیدسالیسیلیک یک ترکیب فنلی رایج است که در تنظیم بسیاری از فرایندهای بیوشیمیایی (Kaya & Yigit, 2014) و فیزیولوژیکی (Gunes et al., 2007)، تنظیمات تغذیه­ای (Wada et al., 2010) و حتی در عملکرد نهایی (Min et al., 2018) گیاهان مؤثر است. نقش مثبت و تأثیرگذار اسیدسالیسیلیک در بسیاری از فرایندهای رشدی گیاهان در تنش، به‌ویژه تنش گرمایی مطالعه شده است (Rivas-San & Plasencia, 2011; Hamidou et al., 2013; Dabbert & Gore, 2014). اسیدسالیسیلیک خسارت دمای بالا را از طریق بالا بردن ظرفیت فتوسنتزی گیاهان کاهش می­دهد (Shaki et al., 2018)؛ همچنین با تنظیم فرایندهای فیزیولوژیکی (Sure et al., 2011)، بهبود روابط منبع و مخزن (Liu et al., 2012) و روابط فتوسنتزی و جریان مواد پرورده برگ (Zaid et al., 2019)، باعث افزایش تحمل گیاه در شرایط تنش­های محیطی می­شود. اگرچه نقش اسیدسالسیلیک در کنترل فرایندهای رشدی و فیزیولوژیکی گیاهان اثبات شده است، اما مطالعات بسیار محدودی در زمینه نقش اسیدسالیسیلیک بر فعالیت فتوسنتزی در مراحل مختلف رشد گیاه گلرنگ، به‌ویژه در شرایط تنش گرمایی و ارتباط آن با عملکرد وجود دارد. بنابراین  هدف از این آزمایش، بررسی تأثیرات بلندمدت و کوتاه­مدت دمای بالای انتهای فصل رشد بر تبادلات گازی در عملکرد ارقام مختلف گلرنگ و مقایسه ارقام، همراه با محلول‌پاشی اسیدسالیسیلیک بود.

 

مواد و روش‌ها

پژوهش حاضر در سال زراعی 97-1396 در مزرعه پژوهشی گروه زراعت و اصلاح نباتات دانشگاه شهید چمران اهواز انجام شد. برخی پارامترهای آب و هوایی محل اجرای پژوهش در شکل (1) نشان داده شده است. آزمایش به‌صورت اسپلیت فاکتوریل و در قالب طرح پایه بلوک‌های کامل تصادفی با سه تکرار اجرا شد. فاکتورهای آزمایشی شامل سه تاریخ کاشت (20 آذرماه،کاشت به هنگام؛ 10 دی ماه، کاشت تأخیری: تنش گرمایی ملایم و 30 دی ماه، کاشت تأخیری شدید: تنش گرمایی شدید) در کرت‌های اصلی و محلول‌پاشی ­اسیدسالسیلیک در سه سطح (شاهد، 200 و 400 میلی­مولار) و چهار رقم گلرنگ زراعی در کرت­های فرعی بود.  در این طرح، ارقام گلدشت (رقم پاییزه و متحمل به گرما)، پرنیان (بدون خار با گلچه­های سفیدرنگ و زودرس)، فرامان (تنها رقم دیم مورد بررسی در این مطالعه) و صفه (بدون خار، میزان روغن دانه 30 درصد، مناسب مناطق معتدل تا گرمسیری) مورد بررسی قرار گرفتند که از موسسه تحقیقات اصلاح و تهیه نهال و بذر کرج و با نظر اعضای بخش دانه­های روغنی تهیه شدند.

پیش از آغاز آزمایش، پنج نمونه خاک به‌صورت تصادفی و از سطح تا عمق 30 سانتی­متری زمین مورد نظر تهیه شدند و و تجزیۀ فیزیکی و شیمیایی آن‌ها انجام شد (جدول 1).

 

           

شکل 1- میانگین حداکثردما و بارش ماهیانه در زمان اجرای آزمایش

Figure1. Mean monthly maximum temperature and rainfall during the experiment

 

 

بر اساس نتایج آزمون خاک مزرعه، 120 کیلوگرم کود نیتروژن در هکتار (50 درصد در زمان کاشت و 50 درصد در دو مرحله روزت و آغاز گلدهی) از منبع اوره و 85 کیلوگرم کود فسفر در هکتار از منبع سوپر فسفات تریپل و 25 کیلوگرم پتاسیم در هکتار از منبع سولفات پتاسیم، قبل از کاشت استفاده شد. کرت­های آزمایشی شامل 10 خط کاشت 5/2 متری به فاصلۀ 50 سانتی­متر از یکدیگر بود و فاصله بوته­های روی ردیف، 30 سانتی­متر در نظر گرفته شد که به‌صورت تناوبی در دو طرف پشته کشت شدند. آبیاری با استفاده از لوله­های انتقال آب از منبع اصلی و به‌صورت کرتی انجام شد.

 

 

جدول 1- مشخصات فیزیکی و شیمیایی خاک محل آزمایش (عمق صفرتا 30 سانتی­متر).

Table 1. Physiochemical properties of experimental field soil (0-30 cm)

Sample

Soil texture

EC (ds.m-1)

F.C        P.W.P

(%)

N   Organic matter

(%)

K           P

(mg Kg-1)

pH

Field soil

Clay loam

4.8

22.1

7.6

0.058

0.65

169.3

8.1

7.6
                   

 

 

محلول‌پاشی غلظت­های مختلف اسیدسالیسیلیک، در دو مرحله شامل خروج از روزت (19-20 BBCH Scale) و آغاز گلدهی (49-50 BBCH Scale) در ابتدای صبح و هنگام غروب آفتاب (با توجه به تاریخ محلول‌پاشی) انجام شد، به‌گونه­ای که برگ­های گیاه کاملا ًخیس ­شدند. عملیات با استفاده از یک پاشنده دستی با فشار ثابت یک بار و به‌صورت یکنواخت انجام شد و همزمان بوته­های شاهد با آب تصفیه محلول‌پاشی شدند. با توجه به این­که تیمارهای دمایی مختلف در زمان­های متفاوت به مرحله رشدی اواسط پرشدن دانه (BBCH Scale 76-74) رسیدند، از درجه روز رشد (GDD) جهت ارزیابی یکسان اثراتتنش برای کلیه ارقام استفاده شد. بدین منظور، مقدار GDD با استفاده از معادله یک محاسبه شد.

    معادله 1           GDD=∑ [

در این معادله:  Tmax و Tmin، به‌ترتیب حرارت­های حداکثر و حداقل دمای هوای روزانه ثبت شده در طول زمان رشد گیاه و Tb، حداقل دمای پایه برای رشد گیاه می­باشد که برای گیاه گلرنگ، پنج درجه سانتی­گراد (Sadras & Hall, 1988) ثبت شده است.

میزان سبزینگی برگ گیاه (عدد اسپد)، با استفاده از دستگاه کلروفیل­متر دستی  (SPAD 502 Chlorophyll Meter) اندازه­گیری شد. عدد کلروفیل شامل میانگین پنج قرائت بر روی قسمت میانی دومین یا سومین برگ جوان ساقه اصلی، از سه بوته تصادفی در هرکرت آزمایشی و در زمان اواسط پرشدن دانه برای کلیه تیمارها اندازه­گیری شد. میزان فتوسنتز در واحد سطح برگ، میزان تعرق، هدایت روزنه­ای و غلظت دی اکسیدکربن اتاقک زیر روزنه­ای نیز بین ساعات نه تا 11 صبح، در شدت نور معادل 1400-1200 میکرومول فوتون بر مترمربع بر ثانیه، با استفاده از دستگاه تحلیل­گر گازی مادون قرمز (مدلLCA4 -کمپانی ADC) و از طریق میانگین پنج قرائت بر روی قسمت میانی دومین یا سومین برگ جوان ساقه اصلی از سه بوته تصادفی در هرکرت آزمایشی در مرحله اواسط پرشدن دانه اندازه­گیری شد. کارایی کربوکسیلاسیون که در برخی منابع به عنوان هدایت مزوفیلی از آن نام برده شده است (Fischer et al., 1998)، از معادله 2 به دست آمد:

                معادله 2           CE=Pn/Ci

 که در آن: Pn، سرعت فتوسنتز و Ci، میزان دی­اکسیدکربن اتاقک زیرروزنه می­باشد. کارایی مصرف آب فتوسنتزی (PWUE) نیز بر اساس معادله 3  محاسبه شد (Medrano et al., 2015):

                معادله 3           PWUE=Pn/T

که در آن:T ، نماد شدت تعرق می­باشد.در پایان دوره، عملکرد کل و دانه اندازه­گیری شد. تجزیه داده­ها با استفاده از نرم­افزار SAS (SAS Ver. 9.2) انجام شد.

 

نتیجه­گیری و بحث

سرعت فتوسنتز

با کاربرد غلظت­های مختلف SA، سرعت فتوسنتز ارقام گلرنگ زراعی مورد مطالعه در این پژوهش، افزایش معنی­داری در کلیه تیمارهای دمایی (تیمار شاهد (T0)، تنش دمایی ملایم (T1) و تنش دمایی شدید (T2)) نشان دادند. در تنش دمایی شدید، بیشترین سرعت فتوسنتز ارقام گلرنگ مربوط، به کاربرد خارجی اسیدسالیسیلیک در غلظت 400 میلی­مولار (SA2) تعلق داشت. سرعت فتوسنتز در همه ارقام تحت تاثیر تنش گرمایی کاهش یافت، ولی کاربرد اسیدسالیسیلیک، نقش تخریبی دمای بالا را کنترل نمود، به‌طوری‌که در تیمار T1، کاربرد SA در هر دو غلظت 200 و 400 میلی­مولار، باعث بهبود معنی­دار سرعت فتوسنتز نسبت به تیمار شاهد محلول‌پاشی شد. رقم فرامان و گلدشت در تیمارهای تنش دمایی، بیشترین و رقم صفه و پرنیان نیز کمترین میزان سرعت فتوسنتز را داشتند (شکل a2).

 

 

 

شکل 2- اثرات متقابل سه­گانه تنش گرمایی و محلول‌پاشی اسیدسالیسیلیک بر صفات فیزیولوژیک اندازه­گیری شده ارقام گلرنگ.  T0، T1و:T2 به‌ترتیب تیماردمایی شاهد، تنش گرمایی ملایم و شدید و SA0، SA1 و SA2: به‌ترتیب غلظت صفر، 200 و 400 میلی­مولار محلول‌پاشی اسیدسالیسیلیک می‌باشد (میله‌ها نشان دهنده انحراف خطای میانگین SE است).

Figure2. Triple interaction effects of high-temperature stress and salicylic acid application on measured physiological characteristics of safflower cultivars .T0, T1 and T2: control, mild and severe-temperature stresses respectively. SA0, SA1 and SA2:control, 200 and 400 ppm salicylic acid concentrations, respectively.(Bars show standard error).

 

 

یکی ‌از‌ جنبه­های‌ مهم ‌تحمل ‌گرما ‌در ‌گیاهان، ‌حفظ‌ و تداوم فتوسنتز ‌است. این در حالی است که ‌یکی‌ از‌ اولین‌ نشانه­های‌ تنش ‌دمای ‌بالا، ‌کاهش ‌فعالیت ‌فتوسنتزی ‌است (Janda et al., 2012). به‌نظر ‌می­رسد که ‌کاربرد اسید­سالیسیلیک،‌ واکنش‌ پیش‌سازگاری ‌به‌ تنش را در گیاهان القا می­کند که منجر به تنظیم فتوسنتز، تعرق و فعالیت آنزیم­های دخیل در این فرایندها می­شود و این امر در بهبود رشد گیاه منعکس می‌شود (Rivas-San & Plasencia, 2011). کاهش میزان فتوسنتز در شرایط تنش­های محیطی، ناشی از عوامل روزنه­ای و غیرروزنه­ای است. به عبارتی، فتوسنتز از دو طریق بسته شدن روزنه­ها و کاهش دسترسی کلروپلاست به دی­اکسید کربن و نیز کاهش پتانسیل آب و اثرات مستقیم آن بر اجزای دخیل در فتوسنتز، تحت تأثیر قرار می­گیرد. در همین راستا، کاربرد اسید­سالیسیلیک همراه با افزایش فعالیت آنزیم رابیسکو (Maslenkova et al., 2009) و افزایش میزان کلروفیل (Rivas-San & Plasencia, 2011)، منجر به بهبود فتوسنتز و افزایش رشد گیاه می­شود.

از دیگر دلایل بهبود سرعت فتوسنتز تحت تیمارهای محلول‌پاشی SA می­توان به حفظ فعالیت بالاتر رابیسکو و بهبود سریع عملکرد فتوسیستم II و سطوح بالاتر HSP21 اشاره کرد که منجر به ثبات بیشتر سرعت فتوسنتز می­شود (Wang et al., 2010). نتایج مطالعات Aldesuquy et al. (2012) نشان داد که استفاده ‌از ‌غلظت­های پایین اسیدسالیسیلیک ‌می­تواند ‌بر‌ تحمل ‌بافت­های ‌گیاه ‌به ‌تنش ‌گرمای ‌کوتاه‌مدت ‌مؤثر ‌باشد، درحالی‌که در شدت بالاتر تنش و همانند نتایج این پژوهش، غلظت­های پایین اسیدسالیسیلیک بر دو رقم صفه و پرنیان کم­اثر بوده است.

شاخص کلروفیل

در واکنش به افزایش دمای محیطی (از T0 به T2)، شاخص کلروفیل در کلیه ارقام مورد مطالعه کاهش معنی­دار داشت، اما کاربرد اسیدسالیسیلیک تا حدود زیادی تأثیر منفی افزایش دمای محیطی را تخفیف داد. بررسی نتایج (شکل b2) نشان داد که در هر دو سطح دمایی (T1 و T2) و محلول‌پاشی SA (SA1 و SA2)، رقم فرامان و گلدشت مقاومت بهتری نسبت به سایر ارقام نشان دادند و کاهش کلروفیل در این ارقام کمتر بود. تغییر مقادیر شاخص کلروفیل تحت شرایط تنش گرمایی و حفظ بهبود آن پس از محلول‌پاشی با  SAدر مطالعات پیشین گزارش شده است که از دلایل آن می­توان به جلوگیری از فعالیت آنزیم­های تجزیه کننده کلروفیل مانند کلروفیل اکسیداز توسط اسیدسالیسیلیک و در نتیجه حفظ و بهبود وضعیت کلروفیل برگ اشاره کرد (Aldesuquy et al., 2012). همچنین به‌نظر می­رسد که اسیدسالیسیلیک، از طریق تأثیر بر ساختار برگ (Hayat et al., 2010) و کلروپلاست­ها (Kaya & Yigit, 2014)، سبب حفظ بیشتر کلروفیل در شرایط تنش­های سخت محیطی مانند تنش گرمای پایان فصل رشد ناشی از تأخیر در کاشت می­شود. گزارشات فراوانی مبنی بر افزایش میزان کلروفیل (Fariduddin et al., 2003) و یا کاهش آن (Ghai et al., 2002) پس از تیمار با اسیدسالیسیلیک در غلظت­های مختلف گزارش ارایه شده است. همچنین بین سرعت فتوسنتز و شاخص کلروفیل، همبستگی (**841/0r=) وجود داشت که نشان‌دهنده رابطه مثبت و اثرگذاری شاخص کلروفیل بر سرعت فتوسنتز می­باشد.

شدت تعرق

شدت تعرق با افزایش دما کاهش یافت؛ در تیمار دمای شاهد و نیز هر دو سطح تیماردمایی، با محلول‌پاشی نسبت بهعدم انجام آن، شدت تعرق افزایش یافت، اما شدت افزایش تعرق در تیمار شاهد دمایی بیشتر بود. در بررسی اثرات سه گانه (شکل c2) مشخص شد که واکنش ارقام متفاوت بود، به‌طوری‌که بیشترین کاهش در رقم پرنیان از سطح محلول‌پاشی  SA1به SA2 نشان داده شد.

کاهش میزان تعرق در ارقام گلرنگ زراعی مورد مطالعه در این تحقیق در پاسخ به تنش دمای بالا می­تواند به‌دلیل سازگاری گیاه با شرایط محیطی و بسته شدن روزنه­ها در پاسخ به شوک گرمای تدریجی باشد که با محلول‌پاشی SA تا حدودی این روند کند شده است. نتایج متناقضی مبنی بر کاهش ‌میزان ‌تعرق‌ پس ‌از‌ محلول‌پاشی  SAدر برخی از گیاهان گزارش شده است که دلیل کاهش تعرق را ‌به ‌اثر ‌القاییSA  بر ‌بسته ‌شدن ‌روزنه­ها و افزایش مقاومت روزنه­ای نسبت‌ داده‌اند (Khokon et al., 2010). به‌نظر می­رسد که در این آزمایش، گیاه جهت حفظ بقا در شرایط تنش دمای بالا، از طریق کاهش تعرق، حفظ پتانسیل آب سلول­ها و استفاده از دمای ویژه آب، سبب خنک شدن خود و در نتیجه تداوم فرایند فتوسنتز شده است. نتایجی مبنی بر افزایش شدت تعرق با کاربرد ‌خارجی SA در گیاهان مختلف (Fariduddin et al., 2003; Kumara et al., 2010) نیز گزارش شده است. همچنین رابطه مثبت سرعت فتوسنتز و شدت تعرق (**646/0r =) در این پژوهش نشان می­دهد که به ازای هر مول آب، فتوسنتز بیشتری انجام شده است )جدول 2).

هدایت روزنه­ای

واکنش هدایت روزنه­ای به افزایش دما، نزولی بود ولی با کاربرد اسیدسالیسیلیک، روند صعودی داشت. محلول‌پاشی اسیدسالیسیلیک تا حدود زیادی، اثرات نامطلوب دمای بالا بر هدایت روزنه­ای را بهبود بخشید. مقایسه بین ارقام نشان داد که رقم­های فرامان و گلدشت، پاسخ بالاتری به تیمارهای اسیدسالیسیلیک نشان دادند (شکل d2). در شرایط SA2×T2، رقم فرامان افزایش 23 درصدی در مقایسه با تیمار T2×SA0 نشان داد، درحالی‌که در دو رقم پرنیان و صفه، افزایش هدایت روزنه­ای در پاسخ به کاربرد400 میلی­مولار اسیدسالیسیلیک، به‌ترتیب 5/8 و10 درصد بود.

واکنش گیاهان و حتی ارقام یک گونه به شرایط محیطی، بر اساس ویژگی­های ژنتیکی، بیوشیمیایی و مورفولوژیکی می­تواند متفاوت باشد. در این آزمایش، واکنش ارقام به افزایش دمای محیطی و کاربرد اسیدسالیسیلیک مشابه بود، اما شدت تغییرات ارقام مورد بررسی تفاوت داشت. از دلایل کاهش هدایت روزنه­ای در شرایط تنش گرمایی می­توان به بسته شدن روزنه­ها به دلیل نگهداری آب درون روزنه­ها و کاهش تعرق در شرایط دمای بالای محیطی به منظور تعدیل دمای درونی گیاه اشاره کرد که از اﻳﻦ ﻃﺮﻳﻖ، ﺗﻠﻔﺎت آب ﺑﻪ ﺣﺪاﻗﻞ می­رسد (Hao et al., 2019). ﺗﻨﻈﻴﻢ ﻫﺪررﻓﺖ آب از ﻃﺮﻳﻖ ﺑﺴﺘﻪ­ﺷﺪن روزﻧﻪ­ﻫﺎ، ﺑﻪ‌ﻋﻨﻮان ﻳﻚ سازوکار تحمل ﺑﻪ تنش محسوب می­شود (Rahnama et al., 2010). در همین راستا، کاربرد خارجی SA از بسته شدن روزنه­ها ناشی از افزایش میزان ABA در شرایط تنش محیطی جلوگیری می­کند (Assmann, 2010). ﻫﻤﺒﺴﺘﮕﯽ منفی و ﻣﻌﻨﯽدار ﻣﯿﺎن ﻫﺪاﯾﺖ روزﻧﻪای و ﻏﻠﻈﺖ دی­اﮐﺴﯿﺪﮐﺮﺑﻦ درون روزﻧﻪای (**375/0r = -)، تایید کننده مطالب فوق می­باشد و به رابطه عکس و تنظیمی ﻫﺪاﯾﺖ روزﻧﻪای و ﻣﯿﺰان اﻧﺘﺸﺎر دی­اﮐﺴـﯿﺪﮐـﺮﺑﻦ ﺑﻪ ﺑﺮگ نسبت داده شده است (جدول 2).

 

 

جدول2- همبستگی پیرسون بین صفات مورد مطالعه در ارقام مختلف گلرنگ با شرایط گرمای‏انتهای فصل رشد و محلول‌پاشی اسیدسالیسیلیک.

Table2. Pearson correlation coefficient between studied characteristics of safflower cultivars and late-season heat stress and salicylic acid application.

Ph

SPAD

Tr

Ci

SC

M C

PWUE

S Y

B Y

Traits

1

0.841**

0.646**

-0.421*

0.79**

0.985**

-0.0534ns

0.77**

0.82**

Ph
 

1

0.795**

-0.476**

0.904**

0.85**

-0.392*

0.613**

0.837**

SPAD
 

 

1

-0.308*

0.893**

0.68**

-0.692**

0.456**

0.734**

Tr
 

 

  

1

-0.375*  

-0.477**

0.079ns

-0.415*

-0.431*

Ci
 

 

  

 

1

0.784**

-0.488*

0.626**

0.823**

SC
 

 

  

 

 

1

-0.088ns

0.768**

0.846**

MC
 

 

  

 

 

 

1

0.0997ns

-0.297*

PWUE
 

 

  

 

 

 

  

1

0.802**

SY

 

 

 

 

 

 

 

 

1

BY

 

Ph (Photosynthesis Rate): سرعت فتوسنتز،(Transpiration Rate)  Tr: شدت تعرق،(Sub-stomata CO2 Concentration)  Ci: میزان CO2 زیر اتاقک روزنه، (Stomata Conductance)  :SCهدایت روزنه­ای،(Mesophyll Conductance)  MC: هدایت مزوفیلی،(Photosynthetic Water-Use Effeciency)  :PWUE کارایی مصرف آب فتوسنتزی،(Seed Yield)  SY: عملکرد دانه،(Biological Yield)  BY: عملکرد بیولوژیک.

,**  *ns and: به‌ترتیب نشاندهنده معنی­داری در سطح احتمال یک و پنج درصد و غیرمعنی­دار بودن است.

**, *  and ns: significant at 1% and 5% of probability level and non-significant, respectively.

 

 

هدایت مزوفیلی

به‌طور‌کلی با افزایش دمای محیط، هدایت مزوفیلی برگ کاهش یافت (شکل a3)، به­طوری­که در تیمار T2 در مقایسه با T0، این کاهش برابر با 7/52 درصد بود. بر اساس نتایج مقایسه میانگین، کمترین هدایت مزوفیلی در تیمار SA0×T2 مشاهده شد. هرچند واکنش ارقام به تنش گرمایی و محلول‌پاشی اسیدسالیسیلیک یکسان بود، اما سرعت تغییرات هدایت مزوفیلی بین ارقام متفاوت بود. در شرایط T0×SA0، تفاوت آماری بین رقم­های مورد مطالعه از نظر میزان هدایت مزوفیلی مشاهده نشد. در تیمار T0 همراه با محلول‌پاشی اسیدسالیسیلیک، هدایت مزوفیلی رقم پرنیان و گلدشت نسبت به دو رقم مورد بررسی دیگر، به‌طور معنی­داری بالاتر بود، اما با افزایش یافتن شدت دمای محیطی، این روند تغییر یافت و رقم­های گلدشت و فرامان، نسبت بالاتری در مقایسه با ارقام صفه و پرنیان داشتند. پژوهشگران زیادی عقیده دارند که عامل محدودکننده اصلی فتوسنتز در شرایط تنش محیطی می­تواند میزان هدایت مزوفیلی باشد (Ahmadi & Baker, 2001). میزان کمتر فتوسنتز و تجمع دی­اکسیدکربن، به مفهوم پایین بودن میزان هدایت مزوفیلی و عدم توانایی سلول­های مزوفیل در استفاده از دی­اکسیدکربن می­باشد. تجمع دی­اکسیدکربن در برگ در شرایط دمای بالای محیطی، نشان دهنده عدم توانایی گیاه در استفاده از دی­اکسیدکربن، با وجود عبور از سلول­های روزنه­ای می­باشد. در این تحقیق، کاربرد SA تا حدودی موانع استفاده از دی‌اکسیدکربن موجود در سلول­های مزوفیل برگ گیاه گلرنگ را کاهش داد.

 

 

 

شکل 3- اثرات متقابل تنش گرمایی و محلول‌پاشی اسیدسالیسیلیک بر صفات فیزیولوژیک ارقام گلرنگ 0 T0، T1و:T2 به‌ترتیب تیماردمایی شاهد، تنش گرمایی ملایم و شدید و SA0، SA1 و SA2: به‌ترتیب صفر، 200 و 400 میلی­مولار محلول‌پاشی می‌باشد.

Figure3. Interaction effects of high-temperature stress and salicylic acid application on measured physiological characteristics of safflower cultivars. T0, T1 and T2: control, mild and severe-temperature stresss, respectively and SA0, SA1 and SA2:control, 200 and 400 ppm of SA concentrations.

 

 

محققان دیگری مانند Bandurska & Stroinski (2005) اعلام کردند که بین هدایت مزوفیلی و سرعت فتوسنتز در واحد سطح برگ می­تواند رابطه مستقیمی برقرار باشد، به‌گونه­ای که با افزایش هدایت مزوفیلی، میزان دی­اکسید­کربن ورودی برای استفاده در فتوسنتز بیشتر می‌شود. همچنین می­توان بیان داشت که اثر SA بر هدایت مزوفیلی، به غلظت هورمون، روش کاربرد، طول مدت تیمار و وضعیت فیزیولوژیکی گیاه بستگی دارد (Shaki et al., 2018). در واقع تنش­های محیطی، از طریق افزایش محدودیت­های روزنه­ای، موجب تغییرات محتوای نسبی آب برگ، CO2 زیر روزنه­ای، سرعت تعرق، سرعت فتوسنتز و هدایت مزوفیلی می­شود. رابطه مثبت و معنی­دار هدایت مزوفیلی با صفات سرعت فتوسنتز، شدت تعرق و هدایت روزنه­ای نیز تایید شده است .(McAinsh & Taylor, 2017)البته نتایج بعضی از محققین نیز بر عدم تاثیر محلول‌پاشی SA بر فتوسنتز و هدایت مزوفیلی تاکید دارد (Bandurska & Stroinski, 2005) که می­تواند ناشی از شرایط محیطی محل اجرای آزمایش باشد.  

کارایی مصرف آب فتوسنتزی (PWUE)

در تمام تیمارهای دمایی، با افزایش میزان مصرف اسیدسالیسیلیک، PWUE به طور معنی­داری نسبت به تیمار عدم محلول‌پاشی افزایش یافت. نتایج مقایسه میانگین کارایی مصرف آب فتوسنتزی، روند مشابهی را در تمام ارقام مورد بررسی نشان داد؛ با این تفاوت که شدت افزایش کارایی مصرف آب فتوسنتزی در شرایط این آزمایش در رقم فرامان نسبت به سایر ارقام مورد بررسی، به‌طور معنی­داری بیشتر بود (شکل b3).

کارایی مصرف آب فتوسنتزی، شاخصی است که میزان فتوسنتز را به ازای هر واحد تعرق نشان می­دهد. دلیل کمتر بودن کارایی مصرف آب فتوسنتزی در شرایط تنش نسبت به شرایط بهینه، پایین­تر بودن سرعت و میزان فتوسنتز یا آسیمیلاسیون کربن است (Maroco et al., 2000). به­طور­کلی، گیاهان به دو صورت افزایش سرعت فتوسنتز (سرعت آسیمیلاسیون) و یا کاهش سرعت تعرق، به راندمان مصرف آب بالاتری می­رسند (Maroco et al., 2000). در این آزمایش در اثر افزایش دمای محیطی، فتوسنتز با سرعت بیشتری نسبت به شدت تعرق، کاهش یافت و در نتیجه سبب به کاهش کارایی مصرف آب فتوسنتزی شد. از آن‌جا که کاربرد اسیدسالیسیلیک، باعث افزایش بیشتر سرعت فتوسنتز در گیاهان تحت شرایط تنش شد، تا حدودی سبب بهبود وضعیت کارایی مصرف آب فتوسنتزی گردید. از طرفی وجود دمای بالا، بیشترین کاهش معنی­دار کارایی مصرف آب فتوسنتزی را در رقم­های پرنیان و صفه ایجاد کرد؛ بنابراین کاشت این دو رقم در مناطقی که احتمال وقوع افزایش دمای بالای پس از مرحله گلدهی وجود دارد، با ریسک بالاتری همراه است و توصیه می­شود که با ارقام مناسب­تری جایگزین شود. طبق فرمول، رابطه سرعت تعرق و کارایی مصرف آب فتوسنتزی معکوس است که در این آزمایش، همبستگی بین دو صفت (**692/0 r= -)،  تأییدکننده این مطلب است..

غلظت دی­اکسیدکربن اتاقک زیر روزنه­ای (Ci)

مقایسه میانگین داده­ها نشان داد که با افزایش دما، میزان Ci کاهش یافت، ولی مقدار کاهش Ci در ارقام یکسان نبود، به­طوری‌که بیشترین کاهش Ci،به دو رقم صفه و پرنیان، بدون اختلاف معنی­دار از هم و در تیمار T2 بود. رقم­های گلدشت و فرامان در شرایط تیمار دمایی شاهد، بیشترین مقدار Ci را دارا بودند (شکل 4). در تیمار T0، غلظت دی­اکسیدکربن زیر اتاقک روزنه­ای در رقم­ پرنیان 351 واحد (میکرومول CO2 بر مول) بود که در شرایط T1 و T2، به‌ترتیب 16 و 24 درصد کاهش یافت.

کاهش غلظت دی­اکسیدکربن اتاقک زیر روزنه­ای، محدودیت دسترسی به دی­اکسیدکربن برای فتوسنتز را افزایش و سرعت فتوسنتز را کاهش می­دهد (Végh et al., 2018). در واقع در لحظات ابتدایی افزایش دمای محیط و پیش از بسته شدن کامل روزنه­ها، کاهش دی­اکسیدکربن اتاقک زیر روزنه در شرایط تیمار T2 در مقایسه با تیمار T1، ﻧﺸﺎن­دﻫﻨﺪه آﺳﻤﯿﻼﺳﯿﻮن ﺳﺮﯾﻊ­ﺗﺮ ﮐﺮﺑﻦ و ﮐﺎراﯾﯽ ﺑﺎﻻﺗﺮ دﺳﺘﮕﺎه ﻓﺘﻮﺳﻨﺘﺰی در لحظه ﻣﯽ­ﺑﺎﺷﺪ. به‌طورکلی و ﺑﺎ اﻓﺰاﯾﺶ دمای محیط رشد گیاه، ﻣﻘـﺪار دی­اﮐﺴـﯿﺪﮐﺮﺑﻦ اﺗﺎﻗﮏ زﯾﺮ روزﻧﻪ­ای کاهش ﯾﺎﻓﺖ ﮐـﻪ این امر، ﺑﯿـﺎﻧﮕﺮ یکی از اﺛـﺮات ﻧـﺎﻣﻄﻮب دمایی بر دﺳﺘﮕﺎه ﻓﺘﻮﺳﻨﺘﺰی بود. نتایج ضریب همبستگی (جدول 2) نشان‌دهنده همبستگی منفی و معنی­دار سرعت فتوسنتز با غلظت دی­اکسیدکربن زیر اتاقک روزنه (**421/0- r =) بود. می­توان چنین استنباط نمود که در شرایط رشد گلرنگ، با افزایش سرعت فتوسنتز، گیاه کارایی بیشتری در استفاده از غلظت Ci دارد و به‌دنبال آن، از غلظت دی­اکسیدکربن زیر روزنه­ای کاسته می­شود.

 

 

 

شکل 4- برهم­کنش تنش دمای بالای انتهای فصل رشد و رقم گلرنگ بر غلظت دی­اکسیدکربن زیر اتاقک روزنه. T0، T1و  :T2به‌ترتیب تیماردمایی شاهد، تنش گرمایی ملایم و تنش گرمایی شدید است.

Figure4. Interaction effects of late-season heat stress and safflower cultivars on Ci. T0, T1 and T2 are control, mild and severe-temperature stresses, respectively.

 

 

عملکرد دانه و زیستی

با افزایش دمای محیطی و تسریع رسیدگی، رشد گیاه، وزن کل دانه و وزن کل زیستی در واحد سطح کاهش یافت، به‌طوری‌که مقایسه بین تیمار T0 و تیمار T2 نشان­دهنده کاهش 45 درصدی عملکرد دانه بود (شکل5). با اعمال تیمار SA2 در شرایط T2 در مقایسه با عدم کاربرد اسیدسالیسیلیک، عملکرد دانه 3/1 برابر افزایش نشان داد. نتایج مقایسه میانگین، بیان­کننده کاهش 35 درصدی عملکرد دانه در رقم پرنیان نسبت به رقم فرامان در شرایط T2×SA2 بود. محلول‌پاشی SA سبب افزایش 12 و 23 درصدی عملکرد دانه، به‌ترتیب در غلظت­های 200 و 400 میلی­مولار در شرایط T2 رقم گلدشت شد. هرچند محلول‌پاشی سبب جبران کل خسارت وارده به گیاه نشد، اما تأثیر معنی­داری بر افزایش عملکرد دانه نشان داد. بر اساس نتایج این آزمایش، به‌نظر می­رسد که در شرایط برخورد با گرمای شدید آخر فصل، محلول‌پاشی با غلظت بالاتر (ppm400)، پاسخ بهتری نشان داد.

 

 

 

شکل 5- تغییرات عملکرد دانه ارقام گلرنگ در واکنش به تنش گرمایی و محلول‌پاشی اسیدسالیسیلیک0 T0، T1و :T2 به‌ترتیب تیماردمایی شاهد، تنش گرمایی ملایم و شدید و SA0، SA1 و SA2: به‌ترتیب محلول‌پاشی با غلظت صفر، 200 و 400 میلی­مولار اسیدسالیسیلیک.  

Figure 5. Changes of safflower cultivar seed yields in response to high-temperature stress and salicylic acid application.)T0, T1 and T2: control, mild and severe temperature stresses, respectively and SA0, SA1 and SA2:control, 200 and 400 ppm of SA concentrations.

 

 

عملکرد زیستی در شرایط آزمایش در ارقام مورد بررسی یکسان نبود، به‌طوری­که بیشترین و کمترین آن، به‌ترتیب به رقم پرنیان (1174گرم بر مترمربع) و رقم فرامان (1572 گرم بر متر مربع) تعلق داشت (شکل 6). با شروع گرما در انتهای فصل رشد و با توجه به تأثیر آن بر رشد گیاه، به‌علت کاهش طول دوره مراحل رشد گیاه گلرنگ، عملکرد بیولوژیک کاهش یافت. همچنین بیشترین کاهش، در تیمار تنش دمایی شدید (43 درصد) مشاهده شد که به‌نظر می­رسد که دلیل اصلی آن، کاهش فصل رشد در نتیجه برخورد دوره رشد گیاه با گرمای آخر فصل رشد باشد. افزایش 3/2 درصدی عملکرد بوته در واحد سطح در تیمار 400 میلی­مولار اسیدسالیسیلیک در مقایسه با تیمار شاهد، نشان‌دهنده برتری کاربرد SA بود. طول دوره رشد گیاهان زراعی، علاوه بر زمینه ژنتیکی، تحت تاثیر شرایط اقلیمی محل رشد گیاه نیز می­باشد. حداکثر طول دوره رشد، به تیمار T0 ( 167روز با دریافت 2781 درجه روز رشد) و حداقل آن به تیمارهای T1 (148 روز با دریافت 5/2397 درجه روز رشد) و T2 (127 روز با دریافت8/2338 درجه روز رشد) تعلق داشت (جدول 3). همچنین با افزایش دمای محیط رشد گیاه، طول دوره رشد و به‌ویژه دوره پرشدن دانه در تمام ارقام در تیمارهای T1 و T2 نیز کاسته شد.

از دلایل افزایش عملکرد گلرنگ پس از تیمار با SA در شرایط تنش گرمایی پایان فصل در مقایسه با تیمار شاهد محلول‌پاشی، می­توان به نقش SA در حفاظت از دستگاه فتوسنتزی، افزایش هدایت روزنه­ای، حفظ و نگهداری پتانسیل آبی گیاه و در شرایط بهینه دمایی به افزایش میزان فتوسنتز و فعالیت آنزیم رابیسکو و به

 

بود تغذیه گیاهی (Wada et al., 2010) اشاره کرد.

 

جدول3- محاسبه درجه روز رشد تجمعی در تیمارهای مختلف دمایی در سال 1397.

Table 3. Cumulative growth degree day at different heat stresses in 2018

T2

T1

T0

Months

-

-

143.55

November

-

277.65

434.66

December

43.65

423.65

43.65

January

452.90

452.90

452.90

February

503.80

503.80

503.80

March

730.85

730.85

730.85

April

22.60

145.60

90.65

May

2333.80

2397.50

2871

Total

 

 

طبق­های گلرنگ نسبت به درجه حرارت وارده بر گیاه، حتی در مراحل اولیه شکل­گیری، حساسیت نشان می­دهند و تشکیل و تکمیل دانه در آن‌ها نیز مختل می­شود که این امر احتمالاً به‌دلیل تخریب برخی آنزیم­های موثر در فرایند تشکیل و نمو دانه است. به‌نظر می‌رسد که کاشت دیر هنگام، سبب برخورد مراحل تشکیل طبق­های فرعی، به‌ویژه مراحل تلقیح و دانه­بندی گیاه با روزهای گرم آخر فصل رشد شده است؛ به‌همین دلیل در تیمار T2 میزان عملکرد دانه نسبت به سایر تیمارهای مشابه، کاهش بیشتری نشان داد. در مطالعات پیشین روی پنبه (Dabbert & Gore, 2014) نیز دمای بالای محیطی به هنگام پرشدن و رسیدن دانه­ها، منجر به کاهش عملکرد کل دانه شد. طول دوره رشد طولانی­تر در تیمار T1 سبب بارور نمودن تعداد دانه بیشتری در طبق­های گیاه (اصلی و فرعی) شد. وزن دانه، جزئی از عملکرد می‌باشد که تأثیرپذیری آن از شرایط محیطی، به‌ویژه در مرحله تشکیل و پرشدن دانه زیاد است؛ از این‌رو نتایج متفاوتی از جمله کاهش وزن دانه گلرنگ (Bortolheiro & Silva, 2017) یا عدم تأثیرپذیری آن (Mohammadi et al., 2017) در اثر برخورد با دمای بالا گزارش شده است. در مطالعه­ای که توسط Ghai et al. (2002) صورت گرفت مشخص شد که اجزای عملکرد، بسته به شرایط آب و هوایی منطقه، به‌طور متفاوتی تحت­تأثیر عوامل محیطی از جمله دما قرار می­گیرند، اما عملکرد دانه که از وراثت­پذیری بالایی برخوردار بود، در مناطق مختلف دمایی تحت تأثیر قرار نگرفت. در این بررسی، اثر منفی تنش دمای بالای انتهای فصل رشد بر عملکرد دانه ارقام مورد بررسی گلرنگ، با محلول‌پاشی SA تا حدودی تعدیل شد. اگرچه در سایر تحقیقات نیز اثر تعدیل­کنندگی SA مورد پذیرش کلی قرار گرفته است (Senaratna et al., 2000;)، ولی هنوز در مورد غلظت بهینه برای محلول‌پاشی در شرایط متفاوت رشد گیاه، نتایج روشنی وجود ندارد (Abreu & Munne-Bosch, 2008).

همچنین رابطه بالا و مثبت عملکرد بیولوژیک با عملکرد دانه (**802/0r =)، بیانگر تاثیر مستقیم این صفت بر عملکرد دانه بود (جدول 4). نتایج به‌دست آمده از این تحقیق با گزارشات  (2015) Ny & Rah مطابقت دارد که می­تواند به عنوان یک معیار جهت گزینش ژنوتیپ­هایی با عملکرد بالا در برنامه­های اصلاحی استفاده شود.

 

نتیجه­گیری کلی

طبق نتایج به­دست آمده در این تحقیق، غلظت­های مختلف اسیدسالیسیلیک در شرایط مختلف دمایی، تأثیر متفاوتی بر گیاه داشت. در واقع در تیمارهای با شدت تنش ملایم در بسیاری از صفات، بین دو میزان کاربرد خارجی SA تفاوت معنی­داری مشاهده نشد، ولی با شدت یافتن دمای محیط رشد گیاه، میزان تغییرات در غلظت بالای SA (400 میلی­مولار) چشمگیر بود. از سوی دیگر، یکسان بودن ارقام در شرایط شاهد دمایی و محلول‌پاشی برگی در بیشتر صفات، نشان‌دهنده پتانسیل یکسان ارقام در شرایط بدون تنش گرما می­باشد، درحالی‌که با قرار گرفتن در شرایط دمای محیطی بالا، پاسخ ارقام متفاوت بود. به‌طورکلی رقم فرامان، با توجه به انطباق با شرایط کشت منطقه مورد مطالعه، از توان تولید بالاتری نسبت به ارقام دیگر برخوردار بود. همچنین در صورت بروز گرمای زودهنگام، محلول‌پاشی SA به‌علت در دسترس و ارزان بودن، تا حدی محدودیت موجود در بروز حداکثر توان تولیدی گیاه را تعدیل می­کند.

 

 

 

شکل 6- تاثیر تنش دمای بالا انتهای فصل، محلول‌پاشی اسیدسالیسیلیک و ارقام مختلف گلرنگ بر عملکرد بیولوژیک گلرنگ.

Figure 6. Effects of late-season heat stress, salicylic acid application and safflower cultivars on biological yield.T0, T1 and T2 indicate control, mild and severe temperature stresses)

 

 

سپاسگزاری

 

بدینوسیله از مؤسسه تحقیقات اصلاح و تهیه نهال و بذرکرج به خاطر فراهم آوردن بذر و نیز از دانشگاه شهید چمران اهواز به خاطر حمایت­های مالی این پژوهش سپاسگزاری می­شود.

 

 

REFERENCES

  1. Abreu, M. E. & Munné-Bosch, S. (2008). Salicylic acid may be involved in the regulation of drought-induced leaf senescence in perennials: a case study in field-grown Salvia officinalis L. plants. Environmental and Experimental Botany, 64(2), 105-112.
  2. Ahmadi, A. & Baker, D. A. (2001). The effect of water stress on the activities of key regulatory enzymes of the sucrose to starch pathway in wheat. Plant Growth Regulation, 35(1), 81-91.
  3. Aldesuquy, H. S., Abo-Hamed, S. A., Abbas, M. A. & Elhakem, A. H. (2012). Role of glycine betaine and salicylic acid in improving growth vigour and physiological aspects of droughted wheat cultivars. Journal of Stress Physiology and Biochemistry, 8, 149–171.
  4. Assmann, S. M. (2010). Abscisic acid signal transduction in stomatal responses. Plant Hormones, 399-426.
  5. Bandurska, H. & Stroinski, A. (2005). The effect of salicylic acid on barley response to water deficit. Acta Physiologiae Plantarum, 27, 379–386.
  6. Bortolheiro, F. P. & Silva, M. A. (2017). Physiological response and productivity of safflower lines under water deficit and rehydration. Anais da Academia Brasileira de Ciências, 89(4), 3051-3066.
  7. Canavar, O., Gotz, K. P., Ellmer, F., Chmielewski, F. M. & Kaynak, M. A. (2014). Determination of the relationship between water use efficiency, carbon isotope discrimination and proline in sunflower genotypes under drought stress. Australian Journal of Crop Science, 8(2), 232.
  8. Dabbert, T. A. & Gore, M. A. (2014). Challenges and perspectives on improving heat and drought stress resilience in cotton. Journal of Cotton Science, 18, 393-409.
  9. Fariduddin, Q., Hayat, S. & Ahmad, A. (2003). Salicylic acid influences net photosynthetic rate, carboxylation efficiency, nitrate reductase activity and seed yield in Brassica juncea. Photosynthetica, 41, 281–284.
  10. Fischer, R. A., Rees, D., Sayre, K. D., Lu, Z. M., Condon, A. G. & Saavedra, A. L. (1998). Wheat yield progress associated with higher stomatal conductance and photosynthetic rate, and cooler canopies. Crop Science, 38(6), 1467-1475.
  11. Ghai, N., Setia, R. C. & Setia, N. (2002). Effects of paclobutrazol and salicylic acid on chlorophyll content, hill activity and yield components in Brassica napus L. (cv. GSL-1). Phytomorphol, 52, 83–87.
  12. Gunes, A., Inal, A., Alpaslan, M., Eraslan, F., Bagci, E. G. & Cicek, N. (2007). Salicylic acid induced changes on some physiological parameters symptomatic for oxidative stress and mineral nutrition in maize (Zea mays L.) grown under salinity. Journal of Plant Physiology, 164(6), 728-736.
  13. Hamidou, F., Halilou, O. & Vadez, V. (2013). Assessment of groundnut under combined heat and drought stress. Journal of Agronomy and Crop Science, 199(1), 1-11.
  14. Hao, L., Guo, L., Li, R., Cheng, Y., Huang, L., Zhou, H. & Zheng, Y. (2019). Responses of photosynthesis to high temperature stress associated with changes in leaf structure and biochemistry of blueberry (Vaccinium corymbosum L.). Scientia Horticulturae, 246, 251-264.
  15. Hayat, Q., Hayat, S., Irfan, M. & Ahmad, A. (2010). Effect of exogenous salicylic acid under changing environment: A review. Environmental and Experimental Botany, 68, 14–25.
  16. Jam, B. J., Shekari, F. A. R. I. D., Azimi, M. R. & Zangani, E. S. M. (2012). Effect of priming by salicylic acid on germination and seedling growth of safflower seeds under CaCl2 stress. International Journal of Agricultural Research, 2, 1097-1105.
  17. Janda, K., Hideg, E., Szalai, G., Kov.cs, L. & Janda, T. (2012). Salicylic acid may indirectly influence the photosynthetic electron transport. Journal of Plant Physiology, 169, 971–978.
  18. Kabiri, R., Nasibi, F. & Farahbakhsh, H. (2014). Effect of exogenous salicylic acid on some physiological parameters and alleviation of drought stress in Nigella sativa plant under hydroponic culture. Plant Protection Science, 50(1), 43-51.
  19. Kaya, A. & Yigit, E. (2014). The physiological and biochemical effects of salicylic acid on sunflowers (Helianthus annuus) exposed to flurochloridone. Ecotoxicology and Environmental Safety, 106, 232-238.
  20. Khokon, M. A. R., Hossain, M. A., Munemasa, S., Uraji, M., Nakamura, Y., Mori, I. C. & Murata, Y. (2010). Yeast elicitor-induced stomatal closure and peroxidase-mediated ROS production in Arabidopsis. Plant and Cell Physiology, 51(11), 1915-1921.
  21. Kotak, S., Larkindale, J., Lee, U., von Koskull-Döring, P., Vierling, E. & Scharf, K. D. (2007). Complexity of the heat stress response in plants. Current Opinion in Plant Biology, 10(3), 310-316.
  22. Kumara, K. G. D., Xia, Y., Zhu, Z., Basnayake, B. M. V. S. & Beneragama, C. K. (2010). Effects of exogenous salicylic acid on antioxidative enzyme activities and physiological characteristics in gerbera (Gerbera jamesonii L.) grown under NaCl stress. Journal ofZhejiang University China, 36, 591–601.
  23. Liu, N., You, J., Shi, W., Liu, W., & Yang, Z. (2012). Salicylic acid involved in the process of aluminum induced citrate exudation in Glycine max L. Plant and Soil, 352(1–2), 85–97.
  24. Maroco, J. P., Pereira, J. S. & Chaves, M. M. (2000). Growth, photosynthesis and water-use efficiency of two C4Sahelian grasses subjected to water deficits. Journal of Arid Environments, 45(2), 119-137.
  25. Maslenkova, L., Peeva, V., Stojnova, Z. & Popova, L. (2009). Salicylic acid-induced changes in photosystem II reactions in barley plants. Biotechnology & Biotechnological Equipment, 23(1), 297-300.
  26. McAinsh, M. R. & Taylor, J. E. (2017). Stomata. Encyclopedia of Applied Plant Sciences, 1, 128-134.
  27. Medrano, H., Tomás, M., Martorell, S., Flexas, J., Hernández, E., Rosselló, J. & Bota, J. (2015). From leaf to whole-plant water use efficiency (WUE) in complex canopies: limitations of leaf WUE as a selection target. The Crop Journal, 3(3), 220-228.
  28. Min, K., Showman, L., Perera, A. & Arora, R. (2018). Salicylic acid-induced freezing tolerance in spinach (Spinacia oleracea L.) leaves explored through metabolite profiling. Environmental and Experimental Botany, 156, 214-227.
  29. Mohammadi, L., Shekari, F., Saba, J. & Zangani, E. (2017). Effects of Priming with Salicylic Acid on Safflower Seedlings Photosynthesis and Related Physiological Parameters. Journal of Plant Physiology & Breeding, 7(1), 1-13.
  30. Ny, A. S., & Rah, E. D. (2015). Characteristics and Oxidative Stability of Some Safflower (Carthamus Tinctorius L.). Journal of Nutrition & Food Sciences, 14, 1–6.
  31. Rahnama, A., James, R. A., Poustini, K. & Munns, R. (2010). Stomatal conductance as a screen for osmotic stress tolerance in durum wheat growing in saline soil. Functional Plant Biology, 37(3), 255-263.
  32. Rivas-San Vicente, M. & Plasencia, J. (2011). Salicylic acid beyond defence: its role in plant growth and development. Journal of Experimental Botany, 62(10), 3321-3338.
  33. Sadras, V. O. & Hall, A. J. (1988). Quantification of temperature, photoperiod and population effects on plant leaf area in sunflower crops. Field Crops Research, 18(2-3), 185-196.
  34. Senaratna, T., Touchell, D., Bunn, E. & Dixon, K. (2000). Acetyl salicylic acid (aspirin) and salicylic acid induce multiple stress tolerance in bean and tomato plants. Plant Growth Regulation, 30, 157–161
  35. Shaki, F., Maboud, H. E. & Niknam, V. (2018). Growth enhancement and salt tolerance of Safflower (Carthamus tinctorius L.), by salicylic acid. Current Plant Biology, 13, 16-22.
  36. Sure, S., Arooie, H., & Moghadam, R. D. (2011). Medicinal Pumpkin (Cucurbita pepo L.) Seedling Growth. Botany Research Journal, 4(4-6), 35-40.
  37. Tang, J., Lou, Z., Wang, Y. & Guo, M. (2010). Expression of a small heat shock protein (CTL-hsyapr) screened by cDNA-AFLP approach is correlated with hydroxysafflor yellow A in safflower (Carthamus tinctorius L.). Biochemical Systematics and Ecology, 38(4), 722-730.
  38. Végh, B., Marček, T., Karsai, I., Janda, T. & Darkó, É. (2018). Heat acclimation of photosynthesis in wheat genotypes of different origin. South African journal of botany, 117, 184-192.
  39. Wada, K. C., Yamada, M., Shiraya, T. & Takeno, K. (2010). Salicylic acid and the flowering gene FLOWERING LOCUS T homolog are involved in poor-nutrition stress-induced flowering of Pharbitis nil. Journal of Plant Physiology, 167(6), 447-452.
  40. Wang, L. J., Fan, L., Loescher, W., Duan, W., Liu, G. J., Cheng, J. S. & Li, S. H. (2010). Salicylic acid alleviates decreases in photosynthesis under heat stress and accelerates recovery in grapevine leaves. BMC Plant Biology, 10(1), 34.
  41. Zaid, A., Mohammad, F., Wani, S. H. & Siddique, K. M. H. (2019). Salicylic acid enhances nickel stress tolerance by up-regulating antioxidant defense and glyoxalase systems in mustard plants. Ecotoxicology and Environmental Safety, 180, 575–587.
  42. Zhang, L., & Li, X. (2012). Exogenous treatment with salicylic acid attenuates ultraviolet-B radiation stress in soybean seedlings. In Information technology and agricultural engineering, 42(3),889-894.

References

  1. REFERENCES

    1. Abreu, M. E. & Munné-Bosch, S. (2008). Salicylic acid may be involved in the regulation of drought-induced leaf senescence in perennials: a case study in field-grown Salvia officinalis L. plants. Environmental and Experimental Botany, 64(2), 105-112.
    2. Ahmadi, A. & Baker, D. A. (2001). The effect of water stress on the activities of key regulatory enzymes of the sucrose to starch pathway in wheat. Plant Growth Regulation, 35(1), 81-91.
    3. Aldesuquy, H. S., Abo-Hamed, S. A., Abbas, M. A. & Elhakem, A. H. (2012). Role of glycine betaine and salicylic acid in improving growth vigour and physiological aspects of droughted wheat cultivars. Journal of Stress Physiology and Biochemistry, 8, 149–171.
    4. Assmann, S. M. (2010). Abscisic acid signal transduction in stomatal responses. Plant Hormones, 399-426.
    5. Bandurska, H. & Stroinski, A. (2005). The effect of salicylic acid on barley response to water deficit. Acta Physiologiae Plantarum, 27, 379–386.
    6. Bortolheiro, F. P. & Silva, M. A. (2017). Physiological response and productivity of safflower lines under water deficit and rehydration. Anais da Academia Brasileira de Ciências, 89(4), 3051-3066.
    7. Canavar, O., Gotz, K. P., Ellmer, F., Chmielewski, F. M. & Kaynak, M. A. (2014). Determination of the relationship between water use efficiency, carbon isotope discrimination and proline in sunflower genotypes under drought stress. Australian Journal of Crop Science, 8(2), 232.
    8. Dabbert, T. A. & Gore, M. A. (2014). Challenges and perspectives on improving heat and drought stress resilience in cotton. Journal of Cotton Science, 18, 393-409.
    9. Fariduddin, Q., Hayat, S. & Ahmad, A. (2003). Salicylic acid influences net photosynthetic rate, carboxylation efficiency, nitrate reductase activity and seed yield in Brassica juncea. Photosynthetica, 41, 281–284.
    10. Fischer, R. A., Rees, D., Sayre, K. D., Lu, Z. M., Condon, A. G. & Saavedra, A. L. (1998). Wheat yield progress associated with higher stomatal conductance and photosynthetic rate, and cooler canopies. Crop Science, 38(6), 1467-1475.
    11. Ghai, N., Setia, R. C. & Setia, N. (2002). Effects of paclobutrazol and salicylic acid on chlorophyll content, hill activity and yield components in Brassica napus L. (cv. GSL-1). Phytomorphol, 52, 83–87.
    12. Gunes, A., Inal, A., Alpaslan, M., Eraslan, F., Bagci, E. G. & Cicek, N. (2007). Salicylic acid induced changes on some physiological parameters symptomatic for oxidative stress and mineral nutrition in maize (Zea mays L.) grown under salinity. Journal of Plant Physiology, 164(6), 728-736.
    13. Hamidou, F., Halilou, O. & Vadez, V. (2013). Assessment of groundnut under combined heat and drought stress. Journal of Agronomy and Crop Science, 199(1), 1-11.
    14. Hao, L., Guo, L., Li, R., Cheng, Y., Huang, L., Zhou, H. & Zheng, Y. (2019). Responses of photosynthesis to high temperature stress associated with changes in leaf structure and biochemistry of blueberry (Vaccinium corymbosum L.). Scientia Horticulturae, 246, 251-264.
    15. Hayat, Q., Hayat, S., Irfan, M. & Ahmad, A. (2010). Effect of exogenous salicylic acid under changing environment: A review. Environmental and Experimental Botany, 68, 14–25.
    16. Jam, B. J., Shekari, F. A. R. I. D., Azimi, M. R. & Zangani, E. S. M. (2012). Effect of priming by salicylic acid on germination and seedling growth of safflower seeds under CaCl2 stress. International Journal of Agricultural Research, 2, 1097-1105.
    17. Janda, K., Hideg, E., Szalai, G., Kov.cs, L. & Janda, T. (2012). Salicylic acid may indirectly influence the photosynthetic electron transport. Journal of Plant Physiology, 169, 971–978.
    18. Kabiri, R., Nasibi, F. & Farahbakhsh, H. (2014). Effect of exogenous salicylic acid on some physiological parameters and alleviation of drought stress in Nigella sativa plant under hydroponic culture. Plant Protection Science, 50(1), 43-51.
    19. Kaya, A. & Yigit, E. (2014). The physiological and biochemical effects of salicylic acid on sunflowers (Helianthus annuus) exposed to flurochloridone. Ecotoxicology and Environmental Safety, 106, 232-238.
    20. Khokon, M. A. R., Hossain, M. A., Munemasa, S., Uraji, M., Nakamura, Y., Mori, I. C. & Murata, Y. (2010). Yeast elicitor-induced stomatal closure and peroxidase-mediated ROS production in Arabidopsis. Plant and Cell Physiology, 51(11), 1915-1921.
    21. Kotak, S., Larkindale, J., Lee, U., von Koskull-Döring, P., Vierling, E. & Scharf, K. D. (2007). Complexity of the heat stress response in plants. Current Opinion in Plant Biology, 10(3), 310-316.
    22. Kumara, K. G. D., Xia, Y., Zhu, Z., Basnayake, B. M. V. S. & Beneragama, C. K. (2010). Effects of exogenous salicylic acid on antioxidative enzyme activities and physiological characteristics in gerbera (Gerbera jamesonii L.) grown under NaCl stress. Journal ofZhejiang University China, 36, 591–601.
    23. Liu, N., You, J., Shi, W., Liu, W., & Yang, Z. (2012). Salicylic acid involved in the process of aluminum induced citrate exudation in Glycine max L. Plant and Soil, 352(1–2), 85–97.
    24. Maroco, J. P., Pereira, J. S. & Chaves, M. M. (2000). Growth, photosynthesis and water-use efficiency of two C4Sahelian grasses subjected to water deficits. Journal of Arid Environments, 45(2), 119-137.
    25. Maslenkova, L., Peeva, V., Stojnova, Z. & Popova, L. (2009). Salicylic acid-induced changes in photosystem II reactions in barley plants. Biotechnology & Biotechnological Equipment, 23(1), 297-300.
    26. McAinsh, M. R. & Taylor, J. E. (2017). Stomata. Encyclopedia of Applied Plant Sciences, 1, 128-134.
    27. Medrano, H., Tomás, M., Martorell, S., Flexas, J., Hernández, E., Rosselló, J. & Bota, J. (2015). From leaf to whole-plant water use efficiency (WUE) in complex canopies: limitations of leaf WUE as a selection target. The Crop Journal, 3(3), 220-228.
    28. Min, K., Showman, L., Perera, A. & Arora, R. (2018). Salicylic acid-induced freezing tolerance in spinach (Spinacia oleracea L.) leaves explored through metabolite profiling. Environmental and Experimental Botany, 156, 214-227.
    29. Mohammadi, L., Shekari, F., Saba, J. & Zangani, E. (2017). Effects of Priming with Salicylic Acid on Safflower Seedlings Photosynthesis and Related Physiological Parameters. Journal of Plant Physiology & Breeding, 7(1), 1-13.
    30. Ny, A. S., & Rah, E. D. (2015). Characteristics and Oxidative Stability of Some Safflower (Carthamus Tinctorius L.). Journal of Nutrition & Food Sciences, 14, 1–6.
    31. Rahnama, A., James, R. A., Poustini, K. & Munns, R. (2010). Stomatal conductance as a screen for osmotic stress tolerance in durum wheat growing in saline soil. Functional Plant Biology, 37(3), 255-263.
    32. Rivas-San Vicente, M. & Plasencia, J. (2011). Salicylic acid beyond defence: its role in plant growth and development. Journal of Experimental Botany, 62(10), 3321-3338.
    33. Sadras, V. O. & Hall, A. J. (1988). Quantification of temperature, photoperiod and population effects on plant leaf area in sunflower crops. Field Crops Research, 18(2-3), 185-196.
    34. Senaratna, T., Touchell, D., Bunn, E. & Dixon, K. (2000). Acetyl salicylic acid (aspirin) and salicylic acid induce multiple stress tolerance in bean and tomato plants. Plant Growth Regulation, 30, 157–161
    35. Shaki, F., Maboud, H. E. & Niknam, V. (2018). Growth enhancement and salt tolerance of Safflower (Carthamus tinctorius L.), by salicylic acid. Current Plant Biology, 13, 16-22.
    36. Sure, S., Arooie, H., & Moghadam, R. D. (2011). Medicinal Pumpkin (Cucurbita pepo L.) Seedling Growth. Botany Research Journal, 4(4-6), 35-40.
    37. Tang, J., Lou, Z., Wang, Y. & Guo, M. (2010). Expression of a small heat shock protein (CTL-hsyapr) screened by cDNA-AFLP approach is correlated with hydroxysafflor yellow A in safflower (Carthamus tinctorius L.). Biochemical Systematics and Ecology, 38(4), 722-730.
    38. Végh, B., Marček, T., Karsai, I., Janda, T. & Darkó, É. (2018). Heat acclimation of photosynthesis in wheat genotypes of different origin. South African journal of botany, 117, 184-192.
    39. Wada, K. C., Yamada, M., Shiraya, T. & Takeno, K. (2010). Salicylic acid and the flowering gene FLOWERING LOCUS T homolog are involved in poor-nutrition stress-induced flowering of Pharbitis nil. Journal of Plant Physiology, 167(6), 447-452.
    40. Wang, L. J., Fan, L., Loescher, W., Duan, W., Liu, G. J., Cheng, J. S. & Li, S. H. (2010). Salicylic acid alleviates decreases in photosynthesis under heat stress and accelerates recovery in grapevine leaves. BMC Plant Biology, 10(1), 34.
    41. Zaid, A., Mohammad, F., Wani, S. H. & Siddique, K. M. H. (2019). Salicylic acid enhances nickel stress tolerance by up-regulating antioxidant defense and glyoxalase systems in mustard plants. Ecotoxicology and Environmental Safety, 180, 575–587.
    42. Zhang, L., & Li, X. (2012). Exogenous treatment with salicylic acid attenuates ultraviolet-B radiation stress in soybean seedlings. In Information technology and agricultural engineering, 42(3),889-894.
Iranian Journal of Field Crop Science
Volume 51, Issue 3
October 2020
Pages 59-72

Files

History

  • Receive Date: 28 April 2019
  • Revise Date: 31 July 2019
  • Accept Date: 31 August 2019
  • Publish Date: 22 September 2020

Share

How to cite

Statistics